Etude de la contamination fongique au CHU de Nancy A. Rivier 1, A. Florentin 2, M. Guillaso 3, P. Hartemann 1 ( 1 Laboratoire de biologie environnementale–

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1 Etude de la contamination fongique au CHU de Nancy A. Rivier 1, A. Florentin 2, M. Guillaso 3, P. Hartemann 1 ( 1 Laboratoire de biologie environnementale– CHU de Nancy, 2 Equipe Opérationnelle Hygiène Hospitalière – CHU de Nancy, 3 Réseau Allergolor – CHU de Nancy) Introduction : Dans les établissements de santé, la surveillance de la qualité de l’air revêt un enjeu particulier en raison du nombre croissant de patients immunodéprimés séjournant dans des services. Par ailleurs, d’autres risques, comme l’exposition allergénique, sont désormais reconnus par les autorités qui insistent davantage sur la qualité de l’air intérieur et les systèmes de traitement d’air (NF EN 13779). Objectifs : Etudier la flore fongique aéroportée et surfacique selon les zones à risque au CHU de Nancy (norme NF S90-351) Méthodes : Sept services répartis sur quatre bâtiments d’ancienneté variable ont été investigués au printemps (zone 4 : 14 chambres d’hématologie ; zone 3 : 20 chambres de réanimation et d’onco-hématologie pédiatrique ; zone 2 : 40 chambres d’hospitalisation classique (pneumologie, dermatologie, néphrologie secteur greffe, onco-hématologie secteur non protégé)). Un prélèvement d’air à hauteur d’un adulte assis par impaction (1000 L en 12 min) sur un milieu malt et DG18 et de surface par écouvillonnage selon la configuration des locaux (cadres de fenêtre, coins de murs extérieurs, bouches de reprise) ont été effectués de préférence hors présence humaine et après bionettoyage. Ils ont été incubés à 25 ± 3 °C pendant 14 jours. Les résultats d’air sont exprimés en UFC(unité formant des colonies)/m 3 d’air et corrigé selon la table de conversion du fournisseur et ceux de surface sont qualitatifs. L’identification était microscopique et/ou réalisée à l’aide de galerie Api ID 32C (Biomérieux) Résultats Fréquence (%) des isolats fongiques retrouvés dans l’air et les surfaces selon le type de zone à risque Isolats fongiques Zone 4 (n = 14)Zone 3 (n = 20)Zone 2 (n = 40) Air extérieur AirSurfaceAirSurfaceAirSurface Penicillium spp 1 (7)3 (21)5 (25)1 (5)30 (75)25 (62)10 (71) Cladosporium spp 1 (7) 5 (25)2 (10)28 (70)17 (42)9 (64) Alternaria spp 005 (25)024 (60)9 (22)9 (64) Basidiomycète 001 (5)3 (15)31 (77)15 (37)13 (93) Aspergillus spp 03 (21)5 (25)6 (30)25 (62)3 (7)5 (37) Asp. fumigatus 02 (14)01 (5)3 (7)1 (23)1 (7) Asp. versicolor 01 (7)1 (5)2 (10)10 (25) 0 Asp. Glaucus c 001 (5)011 (27) 3 (21) Asp. niger 002 (10)3 (15)1 (3) 1 (7) Asp. clavatus 000001 (3)0 Autres 0007 a (37)108 b (20)0 a Rhodoturola sp, Scopulariopsis brevicaulis, Cryptococcus albidus, Candida famata b Rhodoturola sp, Scopulariopsis brevicaulis, Mucor sp, Rhizopus sp, Trichoderma sp c forme sexuée : Eurotium herbarorium Conclusion : Notre étude a montré l’hétérogénéité de la contamination fongique avec une contamination décroissante selon le niveau de risque lié au niveau de filtration élevée (filtre H) des zone à risque 4 au CHU de Nancy (1). Le niveau de biocontamination aéroportée des chambres d’hématologie protégée échantillonnées (3,2 UFC/m 3 ) est similaire à celui rapporté dans une étude française réalisée au CHU de Dijon avec un taux à 4,1 (2). Dans cette étude, une large variété de moisissure avait été identifiée dont des moisissures à risque infectieux invasif (Aspergillus, mucorales). Ici, Aspergillus a été mise en évidence sur des surfaces au niveau des cadres de fenêtres, source possible d’humidité, de chambres d’hématologie protégée d’ancienne conception. Le taux de contamination augmente avec la diminution de la filtration dans les autres services avec une concentration en Aspergillus plus importante mais également des moisissures à risque allergénique (Penicillium, Cladosporium, Alternaria, Aspergillus). Ce risque reste mal évalué dans les établissements de santé mais leur effet délétère dans les populations allergiques est connu par l’émission de spores, de mycotoxines et de composés organiques volatiles microbiens (1, 3). Le niveau de biocontamination dépend de plusieurs paramètres qui peuvent être utilisés pour la maîtrise du développement fongique : l’ancienneté et la conception du bâtiment (défaut d’isolation, présence de ponts thermiques), le système de traitement de l’air (présence d’une filtration absolue), le bionettoyage (méthode, fréquence), la présence d’un milieu humide et la saison (1, 4). Bibliographie : 1.R. Araujo, J.P. Cabral et A. Goncalves Rodrigues. Air filtration systems and restrictive access conditions improve indoor air quality in clinical units: Penicillium as a general indicator of hospital indoor fungal levels. Am. J. Infec. Control., 2008 ; 36(2) : 129-134 2.M. Sautour, N. Sixt, F. Dalle, C. l’Ollivier, V. Fourquenet, C. Calinon et coll. : Profiles and seasonal distribution of airborne fungi in indoor and outdoor environments at French hospital. Sc. Of Total Envi., 2009, 3766-3771 3. JL. Kim, L. Elfman, Y. Mi, G. Wieslander, G.Smedje et D. Norbâck. Indoor molds, bacteria, microbial volatile organic compounds and plasticizers in schools – associations with asthma and respiratory symptoms in pupils. Indoor Air, 2007 ; 17 : 153- 163. 4. R. Tormo-Molina, M. A. Gonzalo-Garijo, S. Fernadez-Rodriguez et I. Silva-Palacios. Monitoring the occurrence of indoor fungi in a hospital. Rev. Iberoam Micol., 2012 ; 29(4) : 227-234