Dr LEHBILI. S

Selles :moyen d’élimination dans le milieu extérieur M.E.E et identification des parasites et champignons vivant ds le T.D

II/CAT devant une selle

Clinique Statut immunitaire AgeTraitementAutres examensOrigine Etat générale Dlr abdominale Fièvre HIV ++++ CD4+ enfant ≤2ans N -Né≤ 6mois Vieillard Immunosuppresseur corticoïdes Biochimie Endoscopie Biopsie Voyage Zone d’endemie

WILAYA DE CONSTANTINE CENTRE HOSPITALIER UNIVERSITAIRE DR.BENBADIS DE CONSTANTINE LABORATOIRE DE PARASITOLOGIE ET MYCOLOGIE Examen Demandé :……………………………………………………………… N° :……… Service Demandeur :…………………………………………Médecin traitant :……….. Nom :……………………………………… Prénom:…………….………. Age :………. Adresse: ………………………………………………………………………………….... Profession :…………………………………………………………………………………… SOMMAIRE D’OBSERVATION: Signes cliniques :…………………………………………………………………………… Signes radiologiques :……………………………………………………………………… Bilan:………………………………………………………………………………………… Traitement :……………………………………………………………………………………… RESULTATS: Examen direct: Macroscopique:…………………………………………………………………… Microscopique:………………………………………….…………….…………………… LE MEDECIN: Constantine, le…………………….

Consistance Couleur parasitaires Eléments surajoutés Présence de sang, mucus… -anneaux de Tænia -adules d’Ascaris -adules d’oxyures

Etat frais (G Χ10,GΧ40) selle Verre à pied NaCL 9‰ Microscope optique Lame + lamelle

 Colorations instantanées Lugol (Iode métalloïdique, KI) MIF (Merthiolate Iode Formol) Bailenger (cristal violet, Fuchsine b.,alcool, phénol) Vacuole en brun du Pseudolimax butschlii K+FV → vert jaune → brun K + FV → Cyt. :Rouge, structures nucléaires : noires G X 10, X 40 3/ Examen microscopique

 La concentration = toute technique permettant de réunir dans un faible volume les éléments parasitaires initialement dispersés dans une grande masse de fèces.  Un examen parasitologique bien conduit doit comporter une ou plusieurs techniques de concentration.

 Techniques physiques : Différence de densité entre les éléments parasitaires et les débris alimentaires par rapport à un liquide de dilution ➢ Techniques de sédimentation : utilisent un liquide dont la densité est inférieure à celle des éléments parasitaires (Techniques peu utilisées) ➢ Techniques par flottation : utilisent un liquide de densité supérieure à celle des éléments parasitaires qui se concentrent à la surface ex. Willis, Janeckso-Urbanyi… Ces techniques concentrent surtout les œufs.

 Techniques physiques : Méthode de WILLIS  On utilise une solution saturée du NaCl à 25%. Indication:  Œufs d’Ankylostomes  Œufs d’Hymenolepis nana

Na Cl 25% Na Cl 25% Tamisage 15-45mn

15 mn Technique de flottaison Densité réactif densité parasite ► Méthodes physiques

Techniques physico-chimiques ou diphasiques :  Mettre les selles en présence de 2 phases non miscibles : une aqueuse et une organique (éther).  En plus de l’action dissolvante de l’éther, la mise en jeu de 2 phases non miscibles réalise pour chaque élément fécal un coefficient de partage dont la valeur dépend de sa balance hydrophile / lipophile permettant ainsi de concentrer les éléments fécaux dans le culot.  Ex. Ritchie, Bailenger, MIF concentration, Teleman-Rivas…  Bonnes techniques de concentration des œufs et des kystes.

Techniques physico-chimiques ou diphasiques : Le mode opératoire est le même pour toutes les techniques diphasiques seul diffère la solution de dilution Méthode de Bailenger : tampon acéto-acétique à ph 5 Méthode de Ritchie simplifiée: formol 10% Méthode de Telemann Méthode de Faust et Ingalls

Diluant Homogénéiser Tamiser Ether sulfurique Centrifugation 1500t/mn pd3mn

TechniqueDiluantIndicationValeur TELEMANNHClAbondonée Historique BAILENGERTampon acéto- acétique pH5 Kystes de protozoaires RITCHIE SIMPLIFIÉEFormol à 10%Œufs d’helminthes et kystes de protozoaire +++ FAUST ET INGALLSSulfate de sodiumà10-12% Œufs d’Ankylostomes et Tricocéphale JANECKSOURBANYIIodomercurate de potassium Œufs d’helminthes

Techniques spéciales : Méthode de kato : Elle permet de mettre en évidence uniquement les œufs d'helminthes dans une quantité relativement importante de selles. Méthode de Baermann : Technique de référence pour le diagnostic d'anguillulose. Elle permet la mise en évidence de larves rhabditoïdes.  La recherche de ces larves est basée sur la propriété d’hydro-thermo-tropisme positif des larves

2-3h 10ml Centrifugation1500t/mn pd3-5mn

 l’examen parasitologique après coloration a des indications, en effet il est d’un grand secours ds l’identification et le diagnostic différentiel entre espèce amibe essentiellement sous forme vegetative,il est indispensable aussi pr le diagnostic de certains protozoaire tel que cryptosporidies et microsporidies  On a des colorations instantanées entre lame et lamelle, les coloration de frottis sec ou humide et les colorations spécifiques

Méthode de KOHN: (noir chlorazol) Elle colore le cytoplasme des amibes en gris clair sur fond grisâtre et les structures nucléaires en noir. Méthode de HEIDENHAIN ( l’hématoxyline ferrique) Les structures nucléaires ressortent en noir sur fond grisâtre.

Méthode de BROOK et GOLDMAN : permet d’observer des trophozoïtes dans un prélèvement à distance. Le réactif de fixation est l’alcool polyvinylique. Il suffit de confectionner un frottis fécal, de rajouter 3 gouttes de fixateur et laisser sécher une nuit à 37°, on peut ensuite transporter les lames pour les colorer au laboratoire.

La coloration au Ziehl Nelseen :  Elle est spécifique pour la coloration des oocystes de Cryptosporidium sphérules roses plus au moins intense sur un fond vert.  Elle est surtout pratiquée pour les selles diarrhéiques Colorations spécifiques :

C’est un bon moyen de diagnostic lorsque les formes végétatives sont rares dans les selles. La culture réussit bien avec les formes végétatives quand elles sont encore vivaces et donc on doit opérer avec des selles fraîchement émises. 6/ La culture :

Phase liquide Élément figuré Phase solide 6/ La culture :

Milieu polyxénique diphasique de DOBELL et LAIDLAW  le plus utilisé, comporte une phase solide (sérum de cheval coagulé en plan incliné) et une phase liquide contenant du soluté de Ringer, du sérum de cheval et de l’amidon de riz.  L’incubation a lieu à 37°, la lecture s’effectue au bout de 48 à 72 heures, et les repiquages tous les 2 à 3 jours 6/ La culture :

 Les milieux artificiels axéniques sont des milieux complexes semi-synthétiques. Le milieu de Diamond est le plus utilisé 6/ La culture :

 La recherche de coproantigène: Des techniques immunoenzymatiques de type ELISA permettent de rechercher dans les selles des antigènes spécifiques de l’espèce E. histolytica. 7/ Autres :

Biologie moleculaire: Les méthodes de PCR sont dans la majorité des cas lourdes, longues et coûteuses 7/ Autres :

 Prescription correcte  Renseignements cliniques (âge, symptômes, voyage …..).  Prélèvements (condition, préparation, délai p/r examen ….).  Examens (technique, matériel, compétence …).  Résultat et interprétation.

 Un examen isolé négatif n’a aucune valeur d’élimination.  Examen doit être rapidement exécuter.  Chaque parasite ou groupe de parasites a sa technique spécifique.

 Cas d’oxyures marge anale  Cas de Tænia saginata scotch test  Phase coprologiquement - Giardiose, Amibiase muette répéter l’examen 3 X  Phase de migration larvaire Dg. Sérologique  Stade avancé de la parasitose œuf de Schistosomes emprisonnés ds les muqueuses Limites