Production de biohydrogène par fermentation anaérobie chimiotrophe de substrats carbohydratés S. Hiligsmann 8 juin 2012 Dissertation originale présentée en vue de l’obtention du grade de Docteur en Sciences de l’ingénieur

Objectifs et stratégie Introduction Contexte socio-économique : résidus organiques, production d’hydrogène Production d’hydrogène par “dark fermentation” Objectifs et stratégie Résultats Sélection des souches Etude et optimisation des conditions de culture Etude des bioréacteurs Intégration dans la digestion anaérobie (biométhanisation) Discussion générale- perspectives Conclusions

Contexte socio-économique Déchets fermentescibles : > 1 kg/hab/j Mat. Org. des ménages, industries, eaux usées, … 2010  50% : valorisation énergétique  seule opportunité Besoins énergétiques : > 14 kg ‘pétrole’/hab/j (~160 kWh) Grande dépendance aux combustibles fossiles Emissions de gaz à effet de serre – réchauffement climatique directive euro. 2009  13% énergies vertes/renouvelables en 2020  exploitation de tous les moyens de production d’énergie (solaire, éolien, biomasse, …)  réduction de la consommation d’énergie (transport, isolation, …) Ville moyenne ~ Liège : 100 t/j déchets à valoriser  Potentiel équivalent à une éolienne 24h/24

Production d’hydrogène Reformage du méthane (800 °C) CH4 + H2O  CO + 3H2 CO + H2O  CO2 + H2 Oxydation partielle des hydrocarbures Gazéification du charbon/biomasse (%MS>>) CaHbOg + O2 + H2O  CO2 + H2 95 % H2 - production industrielle (500 109 Nm³/year) Electrolyse de l’eau H2O +  ½ O2 + H2 Production par voie microbiologique

Voie microbiologique de production d’H2 Clostridium, Ruminococcus, Aeromonas, Bacillus, Escherichia, Citrobacter, Chlorobium, Rhodospirullum, Chromatium, Chlamydomonas, ... Microorganismes : Bactéries Algues phototrophes chimiotrophes

Source carbonée Anaérobiose, Lumière Nutriments Microorganismes C6H12O6 Anaérobiose, Nutriments Lumière Microorganismes phototrophes Microorganismes chimiotrophes Dark fermentation CO2 + H2 Alcools, acides, ... en solution aqueuse ...  2CH3COOH + 2CO2 + 4H2 Productivité élevée ...  6CO2 + 12H2 Rendement élevé

Processus de biodégradation digestion anaérobie MATIERE ORGANIQUE COMPLEXE COMPOSES ORGANIQUES SOLUBLES ACIDES GRAS VOLATILS ALCOOLS Hydrolyse cellulases, amylases proteases, lipases, … Acidogenèse Bacillus, Enterobactéria, … (Carbohydrates, acides aminés, ac. gras) Acétogenèse Clostridium, Ruminococcus, … AC. ACETIQUE CO2 ,H2 Méthanogenèse Methanobacter, Methanosarcina, … Etage 1 Etage 2 CH4 CO2

Question 1 : intérêt de scinder la digestion anaérobie  H2 + CH4  Améliorer le procédé de DA / intégration dans ind. agro-alim. Résistance aux chocs d’alimentation (initié par : Pohland 1971) Production rapide de fuel (acidogenèse plus rapide que methanogenèse) Rendements énergétiques plus élevés 10-30% selon substrat, process  Avantages de l’hydrogène Densité d’énergie : DEH2 = 33 kWh/kg H2 = 2.4 DECH4 Combustion : H2+ ½ O2  H2O CO2 = Ø Potentialités des piles à combustible : PC >  moteur

Question 2 : faisabilité d’optimisation de la production d’H2 par dark fermentation  Etat de l’art essentiellement développé à partir de populations mixtes souches Clostridium plus performantes pH acide favorable H2  effet rétro-inhibiteur  Besoins scientifiques et technologiques comparer les souches et populations mixtes maîtriser le métabolisme  rendement élevé en H2 comparer les bioréacteurs  application industrielle

Objectifs et stratégie 1. Screening dans des conditions standardisées souches pures et populations mixtes fioles à pH libre et bioréacteurs à pH régulé 2. Etude et optimisation des souches retenues détermination du pH optimal pour la production d’H2 étude des métabolites solubles  optimisation 3. Etude de bioréacteurs à forte concentration cellulaire bioréacteurs séquentiels à cellules en suspension bioréacteurs à cellules immobilisées et haut potentiel de transfert gazeux

Résultats 1 : screening des souches 1. Screening général en fioles - conditions standardisées 13 souches pures 2 anaérobies facultatives :E. coli ATCC10536 et Citrob. freundii CWBI952 11 anaérobies strictes : Clostridium spp. DSMZ et C. but. CWBI1009 2 souches thermophiles (55°C) 3 souches de l’espèce C. butyricum H2 +++; Amidon + (Cf litt.) 6 populations mixtes de bioréacteurs de digestion anaérobie bioréacteur à cuve agitée ou de type UASB (upflow anaerobic sludge blanket) 4 populations traitées thermiquement (80°C 10/30 min)  isoler les microorganismes sporulants dont les Clostridium

Résultats 1 : screening des souches 1. Screening général en fioles - conditions standardisées conditions de culture robustes, larges et contraignantes - pH acide ( pH = 3 unités) - surpression (P = 2 bar)  perspectives d’applications industrielles  méthodologies originales (analyses métabolites solubles – gazeux)

Résultats 1.1. : screening en fioles Suivi de la production d’H2 en fonction du temps d’incubation

Résultats 1.1. : screening en fioles Comparaison des rendements de production d’H2  Performances supérieures pour les souches traitées thermiquement et C. butyricum CWBI1009

Résultats 1.1. : screening en fioles Comparaison des rendements de production d’H2 Anaérobies strictes facultative performances variables : - Clostridium > anaérobies facultatives - C. butyricum > autres Clostridium spp. > souches thermophiles

Résultats 1 : screening des souches 2. Comparaison des souches retenues en bioréacteurs  confirmation de l’intérêt du screening et des performances des souches retenues en conditions régulées pression atmosphérique  suivi régulier du volume cumulé d’H2 pH régulé  pH optimum 1 souche anaérobie facultative Citrob. freundii CWBI952 1 souche anaérobie stricte  C butyricum CWBI1009 1 population mixte  UASB 80°C / 30 min bioréacteur de 2,3 L

Résultats 1.2. : screening en bioréacteur Suivi de la production d’H2 en fonction du temps d’incubation C. but. CWBI1009 Rendement d’H2 (mL H2/g gluc.)  H2, acides et éthanol = métabolites primaires

Résultats 1.2. : screening en bioréacteur Comparaison des rendement et productivité d’H2 Cit. freundii C. butyricum UASB 80°C / 30 min C. but.  rendement et productivité 3 et 4 fois > Citrob. freundii  rendement 80 % > population mixte

Résultats 1 : screening des souches intérêt d’un screening large et original des souches  déjà pertinent en fioles microcosmes la microbiologie apporte une plus-value dans l’optimisation Facteur 3 à 4 d’amélioration des rendements et productivités performances les plus élevées et les plus stables atteintes par C. butyricum Optimisation des conditions de culture des souches retenues

Résultats 2 : optimisation 1. Effet du pH sur la production d’H2  pH optimum Citrobacter freundii CWBI952  5,9 Clostridium butyricum CWBI1009 substrat glucose  5,2 substrat amidon  5,6 2. Etude des métabolites solubles : acides et éthanol  bilan de matière = quantité de carbone issu du substrat G et converti en métabolite i C6H12O6  2CH3COOH + 2CO2 + 4H2 6 CG  4 CAcetate + 2 CCO2 + Ø C 100% CG  66,7% + 33,3%

Résultats 2.1. : effet du pH Rendements de production d’H2 et autres métabolites Carbone initial converti en métabolites (%) Rendement d’H2 (mL H2/g gluc.) pH 5,2  optimum pour production H2  butyrate >> et formiate << pH [6-7,5]

Résultats 2.2. : orientation métabolique Culture en mode séquentiel (SBR) : analyse du bilan carboné Carbone initial converti en métabolites (%) Renouvellement 40% du milieu  butyrate et acétate essentiellement  rendement d’H2 + 35%  Orientation du métabolisme vers les voies productrices d’hydrogène

Résultats 2 : Optimisation pH optimum pour la production d’H2 dépend de la souche et du substrat (glucose/amidon) en bioconversion, le microorganisme oriente son métabolisme C6H12O6 + 2 H2O → 2 CH3COOH + 4 H2 + 2 CO2 C6H12O6 → CH3CH2CH2COOH + 2 H2 + 2 CO2 maîtrise de la culture pure de la souche anaérobie stricte Optimisation du bioréacteur pour maximiser les rendements de production d’hydrogène avec la souche retenue C. butyricum

Résultats 3 : Etude des bioréacteurs 1. Bioréacteur batch et séquentiel à cuve agitée technologie simple, robuste  283 mL H2 / g glucose absence d’agitation  perte 47% de rendement  formation de flocs cellulaires productivité limitée  ~ 100 L H2 / m³milieu . h effet rétro-inhibiteur de l’H2 produit ? H2 en solution H2 gazeux H2 bact. Impact du transfert L/G de la molécule connu par la biochimie souvent évoqué pour expliquer les limitations mais peu souvent quantifié car lié à la pression partielle en H2 (PH2)

Résultats 3.2. : effet de PH2 PH2 < 60 Pa 4 H2 + 2 acetate 1 butyrate Angenent (2004)

Résultats 3.2. : effet de PH2 Time (h)  tester des bioréacteurs avec transfert L/G amélioré

Résultats 3.2. : effet de PH2 Etude de la production d’H2 en bioréacteur à « biodisque » surface d’échange L/G élevée rétention cellulaire homogénéisation  conditions environnementales maîtrisables  prélèvement d’échantillons représentatifs peu énergivore Biogas outlet Medium addition Medium removal

Résultats 3.2. : effet de PH2 500 mL milieu de culture 300 mL 500 mL  300 mL vol. liquide  rendement d’H2 + 30%  > 300 mL H2 / g glucose consommé

Résultats 3 : Bioréacteurs  bioréacteur séquentiel simple, robuste mais limitant mise en évidence de la formation de flocs/biofilms par la souche pure  potentialités de rétention cellulaire impact crucial du transfert L/G maîtrise de culture pure anaérobie stricte en bioréacteur avec volume gazeux majoritaire Etude des potentialités de biodégradation des métabolites  biométhanisation

Résultats 4 : 2e étage  CH4 Effluents biohydrogène  bioréacteur séquentiel 20L méthanogenèse efficace :170 mL CH4 /g DCO

Discussion générale 1. Amélioration significative des performances Productivité X 8 Rendement X 3

Discussion générale - perspectives 2. Résultats pertinents et originaux C6H12O6  2,4 H2 + CO2 + 0,9 Acétate + 0,6 Butyrate Charge organique > 3 g/L.h  perte de rendement d’H2

Intérêt pour les bioréacteurs à haut transfert L/G Lit arrosé / trickle-bed Vitesse superficielle élevée du liquide et du gaz

Discussion générale - perspectives 3. Potentiel élevé de la production d’H2 par dark fermentation mieux adapté que les autres bioprocédés pour des applications industrielles à partir de biomasse et eaux usées  réduction de pollution + production d’énergie 300 m³ H2 par tonne de DCO 12-15 m³ H2 par m3bior. par jour (digestion anaérobie classique: 0,3 – 6 m³ CH4 / m³.j) substrats = résidus liquides ou solides contenant des carbohydrates (amidon, saccharose, lactose, …) poursuivie par une biométhanisation efficace

Exemple d’installation de ~1,5 MW Residual organic matter Bioreactor I II CO2 + H2 Biogas treatment Fuel cell CO2 + CH4 Engine or steam power Steam and mechanic energy Ultimate treatment Brewery effluents 10 000 m3/d wastewaters 1400 mg/L DBO5 4200 m3 H2 530 kW 230 kW + hot water 1200 kW Natural environment 3000 m3

Discussion générale - perspectives 4. Evaluation des coûts de production D’après Ljunggren (2010) Optimisation de la source d’azote et protéomique  C. Hamilton (14 juin 15h) Optimisation du bioréacteur à lit arrosé/trickle bed J. Masset : supports, consortia, substrats, … C. Hamilton & M. Calusinska : rôle des hydrogénases, … L. Beckers : quantif.° du rôle de PH2, catalyseurs, … R. Puhulwella : support dense, modélisation, …

Discussion générale - perspectives 5. Positionnement technologique de la digestion anaérobie Matière org. SUGAR Process D’après Sorensen (2011) Digestion anaérobie (H2 + CH4) : polyvalence, flexibilité, coût et impact environnemental réduits, …

Conclusions souches pures de bactéries anaérobies strictes  faisabilité de la production de biohydrogène par “dark fermentation” à partir de mono- et polysaccharides plusieurs paramètres optimisés  amélioration significative des rendements (x3) et productivité des bioréacteurs (x8)  bioréacteurs à haut transfert L/G favorables place centrale et idéale de la digestion anaérobie (H2 + CH4) dans le panel des technologies exploitant les biomasses résiduaires ou agricoles pour produire de l’énergie verte/renouvelable

Merci de votre attention http://cwbi.fsagx.ac.be www.microh2.ulg.ac.be

Sous une pression d’une atmosphère et à 25°C, sa solubilité dans l’eau est de 1,57 mg/l  fraction molaire 1,4 E-5 Constante de Henry : 1282 L.atm/mol

Absence de substrat carboné azoté  rendements faibles 0,3 g glucose / L . h  400 mL H2 /g gluc. = 3,2 mol H2 /mol gluc. 3 g glucose / L . h  300 mL H2 /g gluc. = 2,4 mol H2 /mol gluc. C6H12O6  2,4 H2 + CO2 + 0,9 Acétate + 0,6 Butyrate + 0,1 Lactate + 0,03 Ethanol + 0,6 Biomasse C1HON Absence de substrat carboné azoté  rendements faibles

15th European biosolids and organic resources, Leeds, Nov 15th European biosolids and organic resources, Leeds, Nov. 2010 : Two-stage anaerobic digestion S. Hiligsmann

3 mg H2 / L Saturation 15th European biosolids and organic resources, Leeds, Nov. 2010 : Two-stage anaerobic digestion S. Hiligsmann

Saturation 15th European biosolids and organic resources, Leeds, Nov. 2010 : Two-stage anaerobic digestion S. Hiligsmann

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