BACTERIOLOGIE DE LA SPHERE DIGESTIVE (hors coprocultures) GEBEILE Rémi OTTO Marie-Pierre Tuteur: Olivier Dauwalder DES Bactériologie Mars 2009.

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1 BACTERIOLOGIE DE LA SPHERE DIGESTIVE (hors coprocultures) GEBEILE Rémi OTTO Marie-Pierre Tuteur: Olivier Dauwalder DES Bactériologie Mars 2009

2 PLAN Prélèvements digestifs d’origine basse  Circonstances cliniques  Répartition des germes  Analyse bactériologique  Comparaison des procédures dans les différents laboratoires Helicobacter pylori

3 Circonstances cliniques Péritonites Infections biliaires Infections du liquide d’ascite Abcès digestifs

4 Péritonites (1) Définition: inflammation ou infection aigüe du péritoine  Péritonite primitive = voie systémique (sans lésion intra abdominale responsable)  Péritonite secondaire ++ = inoculation septique à partir d’un organe intra péritonéal :  Perforation d’une appendicite, ulcère gastro- duodénal, diverticulite sigmoïdienne  Plus rarement: complication d’une cholécystite, infection gynecologique, tumeur, Crohn,…  Iatrogène: dialyse péritonéale, post-opératoire, post- coloscopie.

5 Péritonites (2) Clinique  douleurs abdominales intenses et brutales avec arrêt des matières et des gaz, vomissements  défense ou contracture à la palpation « ventre de bois »  TR hyperalgique au cul-de-sac de Douglas Examens complémentaires  ASP: croissant gazeux sous-diaphragmatique, NHA  échographie, scanner si doute Attitude thérapeutique  Chirurgie en urgence  AB probabiliste adaptée en fonction des prélèvements per- opératoires

6 Infections biliaires Physiopathologie  Obstruction initiale  stase du liquide biliaire  infection vésicule = cholécystite  infection VBP = angiocholite Clinique  Terrain: femme 60 ans, pléthorique  Cholécystite: douleur hypochondre Dt, fièvre, signe de Murphy  Angiocholite: triade « douleur, fièvre, ictère »

7 Infections biliaires Examens complémentaires  Biologie  Hyperleucocytose à Pnn,  + / - cylolyse hépatique,  + / - cholestase,  + / - hémocs  Echographie abdominale  C: paroi vésicule épaissie > 3mm, calcul(s)  A: dilatation VBIH ou VBEH, calcul(s)  Echo-endoscopie TTT: URGENCE  AB probabiliste secondairement adaptée  C: cholécystectomie dans les 48h  A: libération chirurgicale ou per endoscopique VB en urgence

8 Infection du liquide d’ascite Ascite = présence de liquide sérofibrineux dans la cavité péritonéale Infection du liquide d’ascite:  Grave, mortalité 20/30%,  Fréquent chez cirrhotiques ascitiques (10%). Clinique: fièvre, douleur abdominale, troubles du transit, signes de décompensation cirrhotique, dyspnée si volume important A l’examen: matité des flancs voire diffuse à la percussion, signe du flot à la palpation.

9 Infection du liquide d’ascite Examen complémentaire:  Ponction d’ascite ++: examen diagnostique et thérapeutique  liquide trouble (+/- citrin ou verdâtre)  Pnn > 250/mm3

10 Infection du liquide d’ascite TTT:  AB probabiliste secondairement adaptée  + / - prophylaxie secondaire ( ciprofloxacine, norfloxacine, cotrimoxazole) Remarque : AB prophylaxie primaire à discuter chez patients à haut risque (ascite avec protéines < 10g/L, hémorragie digestive)

11 Abcès digestifs (1) Forme compliquée d’une pathologie digestive  abcès appendiculaire,  abcès péri-sigmoïdien,  pyocholécyste ou abcès péri vésiculaire. Abcès profonds post-opératoires  le plus souvent sous phrénique, parfois sous hépatique. Clinique: Fièvre, douleurs abdo, + / - arrêt matières et gaz Abcès des organes pleins intra-abdominaux: foie +++, rate, pancréas  Clinique de l’abcès hépatique: fièvre, douleur hypochondre droit irradiant vers épaule droite, HMG, symptômes respiratoires trompeurs (localisation lobe droit)

12 Abcès digestifs (2) Examen complémentaires:  Biologie: syndrome inflammatoire, bilan hépatique perturbé si abcès hépatique  Imagerie: échographie++ ou scanner  Hémocultures: positives 50-60%  Ponction percutanée de l’abcès sous contrôle écho ou scan TTT:  AB probabiliste secondairement adaptée  Drainage si possible par voie percutanée sous contrôle radiologique

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14 Répartition des germes

15 Péritonites communautaires Sus-mésocolique Entérobactéries Streptocoques Lactobacilles Intestin grêle Entérocoques E.coli Iléon terminal Entérobactéries Anaérobies (Bactéroïdes fragilis) Côlon Anaérobies ++ dont Peptostreptococcus, Clostridium, Bacteroïdes Prélèvements le plus souvent polymicrobiens (2 à 4 espèces)

16 Péritonites communautaires Source: Conférence de consensus Prise en charge des péritonites communautaires, SFAR, 16 Juin 2000

17 Péritonites nosocomiales ou iatrogènes Péritonite et dialyse péritonéale:  68% bactéries à Gram positif: SCN++  31% bactéries à Gram négatif: entérobactéries  1% levures Source: LAURAIN C., DURAND P.Y., ALBERT M. Péritonites infectieuses chez les patients traités par dialyse péritonéale : bilan microbiologique sur quatre ans Péritonites post-opératoires  Pseudomonas aeruginosa  Autres bactéries résistantes

18 Péritonites post-opératoires Source: D. MIGNONSIN, M. KANE, S. COFFI, Péritonites post-opératoires : diagnostic, traitement et pronostic - A propos de 68 cas

19 Infections biliaires Remarque: infections mono ou poly-microbiennes Source : Rungsun Rerknimitr, Evan L. Fogel, Cem Kalayci, Microbiology of bile in patients with cholangitis or cholestasis with and without plastic biliary endoprosthesis

20 Infections du liquide d’ascite BGN 70%:  E.coli  Klebsiella, Enterobacter, Serratia CGP 25%  Staphylocoques  S.pneumoniae et autres Streptocoques  Enterococcus sp Anaérobies Listeria spp.

21 Abcès Répartition des germes semblable aux autres pathologies digestives Abcès du foie:  BGN: E.coli et Klebsiella sp.  Anaérobies: Bacteroïdes sp.  CGP: S. milleri, S. aureus, Enterococcus sp  Atteinte polymicrobienne fréquente  Abcès à Candida si contexte néoplasique ou d’immunodépression

22 Analyse des prélèvements

23 Analyse bactériologique : prélèvements Suppuration des séreuses Suppurations de classe I Suppuration de classe II Suppurations closes drain

24 Suppurations closes  Liées à une métastase septique  Secondaire à un foyer infectieux éloigné ou régional  Peut atteindre tous les organes  Pas obligatoirement unique Suppuration isolée de la flore commensale Concerne  Zone profonde, fermée, normalement stérile Au niveau digestif  Abcès digestifs (Foie, etc.)

25 Suppuration des séreuses Suppurations de classe I :  foyer infectieux sans relation directe avec l’extérieur  Souvent liées à métastase septique   secondaires à un foyer infectieux éloigné, parfois latent ou à un foyer régional  Ou secondaires à des manœuvres chirurgicales ou médicales  concernent zone profonde fermée, normalement stérile  faible probabilité de contenir des bactéries non impliquées dans l’infection  bactéries à rechercher = très variées Au niveau digestif  Liquide d’ascite  Bile

26 Suppuration des séreuses: Suppurations de classe II  Foyer communique ou a communiqué avec organe contenant flore commensale   bactéries en situation pathogène et commensales But :  Imputer un lien causal entre une ou des bactérie(s) et la constitution de la suppuration Au niveau digestif  Stomie

27 Liquide de drain Contexte  But: surveillance d’un site, naturellement stérile, nécessitant un dispositif de drainage d’un épanchement ou d’un foyer opératoire.  Pratique courante mais non validée cliniquement  Intérêt discutable ++++

28 Liquide de drain Objectifs  Doit provenir de système de drainage clos  Différencier colonisation du dispositif d’une contamination liée au site d’insertion et au trajet du drain Moyens  Confronter abondance et nature de la flore avec le site  Si bactéries  rechercher arguments en faveur d’une infection locale et documenter un état septique :  réaliser systématiquement des hémocultures pour rechercher une bactériémie  exclure la responsabilité d’un autre foyer infectieux

29 Prélèvements

30 Préparation ponction Désinfecter la peau  désinfection de type chirurgical :  détersion (Bétadine Scrubb ou Hibiscrub > 2 minutes)  rinçage avec soluté physiologique,  Puis antisepsie avec Bétadine ou Hibitane dermique.  Laisser sécher Attention : si introduction d’antiseptique dans foyer infectieux  risque de négativer le prélèvement

31 Prélèvements par ponction Ponction à aiguille de gros diamètre, montée sur seringue (type gaz du sang) Chasser l’air, obturer  Ensemencement possible de flacons d’hémoculture aérobies et anaérobies sauf si liquide résulte de la perforation d’un organe creux à contenu septique Toujours garder aliquote du prélèvement  pour examens microscopiques et microbiologiques supplémentaires Proscrire les écouvillons +++

32 Hémocultures Dans 2 cas : prélèvements par ponction ou liquide de drain :  flacons d’hémoculture aérobies et anaérobies peuvent être ensemencés en cas d’hyperthermie  Toujours garder une aliquote pour examens microscopiques et compléments d’examens Liquide de drain :  Si bactéries, rechercher arguments pour état septique   exclure la responsabilité d’autre foyer infectieux

33 Transport Informations cliniques essentielles :  nature de l’échantillon  modalités de prélèvement  contexte global:  âge  matériel étranger  état immunitaire du patient  infection en cours  corticothérapie  traitement antibiotique ou non

34 Transport Transport :  délai max = 4 h à 20°C  Si >, prélèvements à + 4 °C = procédure dégradée  utilisation de milieux de transport spéciaux contenant des géloses nutritives préférable (bouillon de culture pour per op)  flacons d’hémocultures à 35 °C Liquides de ponctions en seringue transférés dans des systèmes hermétiquement clos Attention car prélèvement unique!!

35 Examen bactériologique

36 Examen microscopique Liquide de ponction comporte idéalement :  Coloration de Gram, si possible après cytocentrifugation  Coloration adaptée pour appréciation semi-quantitative des Pnn  Coloration adaptée à une éventuelle orientation clinique  recherche de mycobactéries, par ex Liquide de drain :  Coloration de Gram sur liquide ou culot de centrifugation

37 Culture Ponction :  culture  milieux de culture supplémentés en facteurs de croissance essentiels  incubés à environ 35 °C, sous 5-10 % CO2, en aérobiose et anaérobiose : gélose au sang, gélose au sang cuit supplémentée ; gélose Schaedler pour anaérobies ; bouillon pour l’enrichissement : (Schaedler, cœur/cervelle, etc.)  Si prise d’antibiotique :  possibilité d’ensemencer flacons d’hémoculture contenant un adsorbant d’antibiotiques.  Selon clinique, possibilité d’ ensemencer d’autres milieux

38 Culture Liquide de drain  gélose au sang et milieu sélectif BGN  incuber pendant 48 h en aérobiose

39 Incubation Ponction  15 jours min (voire 21 jours)  contrôle effectué quotidiennement les premiers jours Pour éviter contamination  cultures effectuées en double  Boîtes fermées par adhésif ou film étirable  conservées en atmosphère humide sans manipulation jusqu’au terme de la culture

40 Tests de sensibilité aux antibiotiques Ponctions  Réaliser ATB pour toutes souches isolées d’un même prélèvement  Même si même espèce  pas licite d’inférer une sensibilité d’un examen déjà pratiqué  ATB provenant d’isolat d’une flore polybactérienne : non recommandée  Mais souhaitable si sp. susceptibles d’être résistantes aux ATB (entérobactéries, staphylocoques, voire BGN aérobies stricts)

41  Choix des antibiotiques suit les recommandations du CA-SFM.  ATB sur anaérobies : peu d’impact pratique  Car isolement d’une ou plusieurs bactéries anaérobies  utilisation de molécules connues pour être actives sur celles-ci Liquide de drain :  exceptionnellement justifié Tests de sensibilité aux antibiotiques

42 Conservation des souches Ponctions  impératif de conserver les souches bactériennes  3 mois

43 Résultat / interprétation

44 Suppurations des séreuses Isoler toutes espèces bactériennes Résultat négatif  Au 4e jour pour la recherche des bactéries banales  > pour recherches spécifiques

45 Suppurations des séreuses Infections de classe I  monomicrobisme attendu.  Gram très souvent 1 seul germe  Cultures bactériennes positivent rapidement et souvent monomicrobiennes  ATB sans difficulté particulière  Interprétation sans problème Infections de classe II  mettre en parallèle le résultat des cultures aérobie et anaérobie  Présence d’une culture mixte (> 2 espèces bactériennes),  Si perforation d’organe creux dans liquide péritonéal  discuter identification et ATB avec confrontation clinique

46 Suppurations closes Identification et antibiogramme doivent être effectifs sur toutes les espèces isolées  > 2 espèces, confrontation bioclinique indispensable Réaction leucocytaire sans culture bactérienne  infection à mycobactéries  ou à d’autres bactéries de culture difficile

47 Comparaison des procédures dans les différents laboratoires

48 LIQUIDES DE PONCTION : PERITONEAL, ASCITE SUPPURATIONS PROFONDES BILE CBECBNCBSHIA Desgenettes PRELEVEMENT poudrier ou tube secSur poudrier ou tube sec. Portagerm si suspicion anaérobies. Si qté faible, ensemenser flacon hémoc + qq gouttes ds tube sec Dans un tube, pot etc. mais PAS sur écouvillon Sur seringue sans air ou poudrier stérile REMIC PRELEVEMENT: Seringue sans air Systèmes hermétiquement clos Proscrire écouvillons Hémocultures en parallèle

49 CBECBNCBSHIA Desgenettes EXAMEN DIRECT Après centrifugation : Bleu de méthylène Gram Bleu de méthylène Si liquide purulent : Gram Si présence Pnn ou bactéries, signaler au service d’hospitalisation. Homogénéisation du milieu Gram Rechercher et noter cellules humaines ou microbiennes: leucocytes, hématies, bactéries (bacilles, cocci), levures Liquide péritonéal : Formule cellulaire après coloration RAL rapide Gram Ascite : Idem + aspect macroscopique Bile : Gram : type et densité de flore bactérienne, absence ou présence de Pnn REMIC EXAMEN DIRECT: Gram si possible après cytocentrifugation Coloration adaptée pour appréciation semi-quantitative Pnn

50 ENSEMENSEMENT-INCUBATION Sur culot de centrifugation : Gélose TS+sang (aérobiose, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2, 24- 48h) Bouillon Schaedler (7j) 2 géloses Schaedler si Pnn ou culot important (anaérobiose, 1 boîte 48h, 1 boîte 7j) + gélose chromogène URI4 pour liq péritonéal (aérobiose, 24-48h) Bouillon Schaedler (10j) Gélose au sang Ascite : idem + flacons Bact’Alert Liq d’origine dig : idem + BCP Si aspect purulent, ajouter gélose Columbia en anaérobiose Incuber 18-24h Ensemencer en double : 1 des boîtes est parafilmée puis placée dans conteneur humide pour conservation pendant 21 j. Géloses au sang (CO2, 35°C) Gélose chocolat supplémentée (CO2, 35°C) Géloses Schaedler (anaérobie, 35°C) Bouillon Schaedler (35°C) Si non fait dans le service : ensemenser 2 flacons d’hémoculture (aéro et anaérobie) : 2 à 3 mL par flacon. Ensemencer 100 à 200µL (isolement par épuisement) sur : Gélose sang-ANC (CO2 10%, 37°C, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2 10%, 37°C, 24-48h) Si prélèvement sur seringue, rajouter: Gélose sang préréduite (anaérobiose, 37°C, 5j) RESULTATS Semi-quantitatif Ascite : Identification + AB Liq péritonéal : Identification Pas d’AB (sauf demande particulière) Pour anaérobies : identification si culture pure, sinon rendre « flore anaérobie mixte » Collections digestives : Limiter les identifications et AB aux 2 ou 3 espèces prédominantes sinon rendre « flore fécale » Si pousse, identification + AB + tube de conservation Sinon, remettre à étuve jusqu’à 48h Identification des germes, pas AB. Si 1 ou 2 colonies> poursuivre la bactérie la plus pathogène ou les 2 bactéries pathogènes Si >3 colonies  flore mixte Si culture positive : Identification et AB Si absence de culture : rendre « stérile à 48h » Sur flacons hémoc : Si culture positive, vérifier si germe déjà identifié sur boîtes : Si oui : STOP Si non : ident + AB Si absence de culture à 5j : rendre « stérile à 5 jours » ENSEMENSEMENT-INCUBATION Sur culot de centrifugation : Gélose TS+sang (aérobiose, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2, 24- 48h) Bouillon Schaedler (7j) 2 géloses Schaedler si Pnn ou culot important (anaérobiose, 1 boîte 48h, 1 boîte 7j) + gélose chromogène URI4 pour liq péritonéal (aérobiose, 24-48h) Bouillon Schaedler (10j) Gélose au sang Ascite : idem + flacons Bact’Alert Liq d’origine dig : idem + BCP Si aspect purulent, ajouter gélose Columbia en anaérobiose Incuber 18-24h Ensemencer en double : 1 des boîtes est parafilmée puis placée dans conteneur humide pour conservation pendant 21 j. Géloses au sang (CO2, 35°C) Gélose chocolat supplémentée (CO2, 35°C) Géloses Schaedler (anaérobie, 35°C) Bouillon Schaedler (35°C) Si non fait dans le service : ensemenser 2 flacons d’hémoculture (aéro et anaérobie) : 2 à 3 mL par flacon. Ensemencer 100 à 200µL (isolement par épuisement) sur : Gélose sang-ANC (CO2 10%, 37°C, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2 10%, 37°C, 24-48h) Si prélèvement sur seringue, rajouter: Gélose sang préréduite (anaérobiose, 37°C, 5j) RESULTATS Semi-quantitatif Ascite : Identification + AB Liq péritonéal : Identification Pas d’AB (sauf demande particulière) Pour anaérobies : identification si culture pure, sinon rendre « flore anaérobie mixte » Collections digestives : Limiter les identifications et AB aux 2 ou 3 espèces prédominantes sinon rendre « flore fécale » Si pousse, identification + AB + tube de conservation Sinon, remettre à étuve jusqu’à 48h Identification des germes, pas AB. Si 1 ou 2 colonies> poursuivre la bactérie la plus pathogène ou les 2 bactéries pathogènes Si >3 colonies  flore mixte Si culture positive : Identification et AB Si absence de culture : rendre « stérile à 48h » Sur flacons hémoc : Si culture positive, vérifier si germe déjà identifié sur boîtes : Si oui : STOP Si non : ident + AB Si absence de culture à 5j : rendre « stérile à 5 jours » CBECBNCBSHIA Desgenettes ENSEMENSEMENT-INCUBATION Sur culot de centrifugation : Gélose TS+sang (aérobiose, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2, 24-48h) Bouillon Schaedler (7j) 2 géloses Schaedler si Pnn ou culot important (anaérobiose, 1 boîte 48h, 1 boîte 7j) + gélose chromogène URI4 pour liq péritonéal (aérobiose, 24-48h) Bouillon Schaedler (10j) Gélose au sang + BCP Ascite : idem + flacons Bact’Alert Si aspect purulent, ajouter gélose Columbia en anaérobiose Incuber 18-24h Ensemencer en double : 1 des boîtes est parafilmée puis placée dans conteneur humide pour conservation pendant 21 j. Géloses au sang (CO2, 35°C) Gélose chocolat supplémentée (CO2, 35°C) Géloses Schaedler (anaérobie, 35°C) Bouillon Schaedler (35°C) URI4 Si non fait dans le service : ensemenser 2 flacons d’hémoculture (aéro et anaérobie) : 2 à 3 mL par flacon. Ensemencer 100 à 200µL (isolement par épuisement) sur : Gélose sang-ANC (CO2 10%, 37°C, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2 10%, 37°C, 24- 48h) Si prélèvement sur seringue, + Gélose sang préréduite (anaérobiose, 37°C, 5j) REMIC MILIEUX: Gélose au sang, gélose au sang cuit supplémentée, gélose au sang pour anaérobies, bouillon Schaedler. +/- double INCUBATION: 35°C, 5-10%CO2, 15 à 21 jours, contrôle journalier les 1ers jours

51 CBECBNCBSHIA Desgenettes RESULTATS Semi-quantitatif Ascite : Identification + AB Liq péritonéal : Identification Pas d’AB (sauf demande particulière) Pour anaérobies : identification si culture pure, sinon rendre « flore anaérobie mixte » Collections digestives : Limiter les identifications et AB aux 2 ou 3 espèces prédominantes sinon rendre « flore fécale » Si pousse, identification + AB + tube de conservation Sinon, remettre à étuve jusqu’à 48h Identification + AB des germes + tube de conservation des germes Si culture positive : Identification et AB Si absence de culture : rendre « stérile à 48h » Sur flacons hémoc : Si culture positive, vérifier si germe déjà identifié sur boîtes : Si oui : STOP Si non : ident + AB Si absence de culture à 5j : rendre « stérile à 5 jours » REMIC Identification (et AB) sur toutes espèces isolées >2 espèces : controntation bio clinique Conserver les souches

52 LIQUIDES DE DRAIN DIGESTIF CBECBNCBSHIA Desgenettes PRELEVEMENT Si liquides de Redon reçu dans le dispositif d’aspiration (bidon) : prélever un peu de liquide à la seringue après désinfection du site de prélèvement (Bétadine alcoolique) ; le transférer dans un tube stérile Système de drainage clos Pas effectué pour les liquides de drain digestif car non conseillé selon le REMIC Système de drainage clos EXAMEN DIRECT Gram Aucun REMIC PRELEVEMENT: système de drainage clos EXAMEN DIRECT: +/- Gram sur liquide lui-même ou sur culot de centrifugation

53 CBECBNCBSHIA Desgenettes ENSEMENSEMENT-INCUBATION Gélose TS+sang (aérobiose,35°C, 24-48h) Gélose choc+PVX (CO2, 35°C, 24-48h) Bouillon Schaedler (7j) Bouilon schaedler Gelose columbia (48h) Gélose sang (CO2 10%, 37°C, 24h) RESULTATS Semi-quantitatif Identification de tous les germes en se limitant à 3 ident., sinon « flore fécale » Pas d’AB A 18-24h : si pousse identification + AB + tube conservation Identification et AB de tous germes pathogènes REMIC CULTURE: Gélose sang et milieu sélectif pour BGN, 48h, aérobiose RESULTATS: AB exceptionnellement justifié Confronter l’abondance et la nature de la flore avec le site. Rechercher arguments en faveur infection locale

54 Hélicobacter pylori

55 Helicobacter pylori BGN spiralée avec flagelles à chaque pôle, micro aérophile Infection durable de la muqueuse gastrique  Production d’uréase en grande quantité  tamponne acidité gastrique  colonisation de la muqueuse gastrique Réservoir: estomac de l’homme Transmission interhumaine (oro-orale dans l’enfance, féco-orale possible dans PVD) Prévalence: 10-20% chez adulte en France, 90% dans PVD Impliqué dans: gastrite chronique, ulcère gastrique ou duodénal, ADK gastrique, lymphome du MALT, PTI, anémie ferriprive

56 Hélicobacter pylori: pathogénie Si pas d’éradication: atrophie muqueuse gastrique possible  ADK gastrique (1% sujets infectés) colonisation Inflammation (gastrite) érosionsulcère Mécanisme de l’ulcérogènese Direct : production de cytotoxines et stimulation de cytokines pro inflammatoires (IL8) Indirect:  sécrétion d’acide gastrique  remplacement épithélium duodénal par épithélium gastrique  colonisation H.pylori

57 Hélicobacter pylori: diagnostic Méthodes invasives (biopsies antrales et fundiques):  Test à l’uréase  Culture  PCR  Anapath Méthodes non invasives:  Sérologie  Recherche d’Ag dans les selles  Test respiratoire à l’urée marquée au 13 C

58 Hélicobacter pylori: diagnostic Recherche indiquée si symptomatologie justifie une endoscopie gastro-duodénale Test rapide à uréase Se 90% Sp 95% Anatomopathologie sur 2 sites de prélèvements (antre et fundus): mee H.pylori + évaluation de inflammation Culture: permet antibiogramme et typage souche PCR: dans essais thérapeutiques

59 Hélicobacter pylori: tests non invasifs Sérologie  Détection des IgG dans le sang  Se et Sp > 90%  Taux Ac reste élevé pendant toute la durée de l’infection et diminution progressives en 4-6 mois minimum  --> pas utilisable pour contrôler l’éradication  Détection Ac anti-CagA  Ag CagA = facteur de pathogénicité  REMIC: pas d’intérêt pour PEC malades, pas recommandé

60 Hélicobacter pylori: tests non invasifs Détection des Ag dans les selles  H.pylori éliminé dans les selles sous formes non cultivable  Possibilité de détecter Ag par ELISA ou immunochromatographie  Tests utilisant Ac monoclonaux conseillés (fiabilité, reproductibilité)  Se et Sp > 90%  Dg primaire ou contôle éradication (14j après arrêt ttt)  Selles < 72h sinon congélation

61 Hélicobacter pylori: traitement Éradication de H.pylori dans ulcères par trithérapie:  1 antisécrétoire: IPP (UD simple:7j, UD compliqué ou FDR: 4sem, UG: 6sem)  2 AB: amoxicilline + clarythromycine 7j (si échec amoxicilline + métronidazole 17j) Contrôle de l’éradication:  UG: FOGD systématique 4 sem après fin ttt  UD: Test respiratoire à l’urée marquée au C13 6-8sem après fin ttt  Si positif: FOGD avec biopsies, culture et antibiogramme

62 Résistance aux ATB Clarithromycine 20% de R en France Intérêt de sa recherche Metronidazole Pas rechercher en routine Test non reproductible Signification limitée

63 H.pylori: analyse bactériologique PRELEVEMENT  Biopsies prélevées au cours FOGD dans l’antre (à 3cm pylore) et au niveau 1/3 supérieur du fundus  Prélèvements conservés dans récipient stérile avec 0,5mL eau physiologique stérile adressés au labo bactériologie < 3h.  Si délai 3h-24h: utiliser milieu transport adapté  Si délai > 24h: congeler biopsie à -80°C EXAMEN DIRECT  Empreintes de la biopsie sur lame porte objet  Coloration Gram: H. pylori = BGN incurvée ou spiralée

64 H.pylori: analyse bactériologique CULTURE  Broyer la biopsie avant ensemencement sur milieu solide  Milieu:  Base gélosée additionnée de 10% sang  Addition possible de suppléments sélectifs (inhibition d’éventuels contaminants stt flore bucale) ex: mélange de Skirrow, mélange de Dent et Mc Nulty  Incubation: atmosphère micro aérobie (5%O2), humide, 37°C, 10j (apparition des colonies en 3j minimum)

65 HELICOBACTER PYLORI CBECBNCBSHIA Desgenettes PRELEVEMENT 3 fragments biopsiques dans l’idéal. Si 1 seul fragment, le couper au moins en 2 (ED et culture) Biopsies duodénales, gastriques, antrales Pas de GBEA car absence de demande. Si demande, envoi à un autre laboratoire des HCL ou suivi des recommandations REMIC. 2 ou 3 biopsies gastriques en milieu de transport (Portagerm Pylori) Conservation à T°C ambiante Dans flacon stérile: 1mL de BCC + fragment de biopsie  disperser 10s avec l’Utra-Disperseur REMIC PRELEVEMENTS: Biopsies prélevées au cours endoscopie gastrique Adressées au labo < 3h ds récipient stérile avec H2O phy stérile Si 3h<délai<24h  milieu transport adapté Si délai > 24h : congeler à – 80°C dans tube sec et acheminer dans carboglace ou azote liquide

66 TEST A L’UREE Broyer le fragment Transférer le broyat dans 0,5mL d’urée Incuber à 35°C en aérobiose, 24h Observer le tube toutes les 30min pdt les 1eres heures CBECBNCBSHIA Desgenettes EXAMEN DIRECT Apposition sur lame stérilisée d’un fragment biopsique Gram Bleu de méthylène Coloration au Bleu de méthylène à partir du prélèvement Cytocentrifuger (cytospin) 200 à 300µL de la suspension. Gram REMIC EXAMEN DIRECT: Empreintes de biopsie sur lame Gram TEST UREE: Recherche rapide en salle endoscopie dès prélèvement effectué (responsabilité médecin endoscopique)

67 CBECBNCBSHIA Desgenettes ENSEMENSEMENT-INCUBATION Broyer le fragment dans 2 à 4 gouttes de bouillon cœur cervelle Ensemencer : Gélose choc+PVX Gélose Columbia Incuber : en micro aérophile à 35°C, 7j, en ouvrant la jarre tous les jours Gélose chocolat polyvitex (micro aérophile, 37°C) Ensemencer au râteau 200µL de la suspension : Gélose Pylori (micro aérophile, 37°C) REMIC CULTURE: Biopsie broyée ou dilacérée avant ensemencement Milieu = base gélosée + 10% sang cheval, mouton ou humain +/- suppléments sélectifs Incubation micro-aérobie, atmosphère humide, 35-37°C, 10j.

68 CBECBNCBSHIA Desgenettes RESULTATS A 24h : ED : présence ou absence de BGN ayant la morphologie de H.pylori Test à l’urée : positif (en x minutes ou heures) ou négatif A 7j : si culture positive vérifier : oxydase +, catalase +, urée +, phosphatase alcaline + résultat semi quantitatif AB Si culture négative : rendre « culture négative à 7j » Présence à J1 etJ2 de bacilles incurvés au bleu de méthylène à partir du prélèvement. Si présence de colonies oxydase +, catalase +, urée +  AB Observer les boîtes à 5j et à 10j. Numérer les colonies suspectes : transparentes, rondes, lisses, 0,2mm Vérifier : gram (BGN) ; oxydase +, catalase +, urée + (<30min) AB PCR H.pylori Kit Hein en experimentation Recherche H.pylori et détection des resistances à clarythromicine et quinolones. PCR classique avec hybridation.

69 Bilan schématique Sphere digestive « haute » : H. pylori invasiveNon invasive« Basse » Péritonite, ascite, bille, abcès Ponction Plusieurs milieux de culture Incubation longue Liquide de drain Non conseillé

70 Bibliographie REMIC 2007 Pilly 2006 SFAR, prise en charge des péritonites communautaires, Conférence de Consensus, 16 Juin 2000 G. Podevin, M. Barussaud, M.-D. Leclair, Y. Heloury, Appendicite et péritonite appendiculaire de l’enfant, EMC-Pédiatrie 2 (2005) 211–219 J-Y Mabrut, E. Buc, M. Zins, F. Pilleul, A. Bourreille, Y. Panis, Prise en charge thérapeutique des formes compliquées de la diverticulite sigmoïdienne (abcès, fistule et péritonite), Gastroenterol Clin Biol 2007;31:3S27-3S33 C. Laurain, P.Y. Durand, M. Albert, M. Weber, M. Kessler, J. Chanliau and M. Dailloux, Péritonites infectieuses chez les patients traités par dialyse péritonéale : bilan microbiologique sur quatre ans,Pathologie Biologie Volume 52, numéro 10, pages 575-578 Afssaps, Prise en charge thérapeutique de l’éradication de Helicobacter pylori chez l’adulte et l’enfant, Septembre 2005 R. Rerknimitr, E. Fogel, C. Kalayci, E. Esber, G. Lehman, S.Sherman, Microbiology of bile in patients with cholangitis or cholestasis with and without plastic biliary endoprosthesis, Gastrointestinal endoscopy 2002, vol. 56, no6, pp. 885-889