Recherche d’agents de lutte biologique efficaces contre Gnomoniopsis smithogilvyi, agent de pourriture de la châtaigne et de chancre du châtaignier. Matteo Conti1, Julien Crovadore1, Bastien Cochard1, Romain Chablais1, Mauro Jermini3 & François Lefort1. 1Groupe Plantes et pathogènes, Institut Terre Nature et Environnement, hepia, HES-SO//Genève 150 route de Presinge, 1254 Jussy, Suisse. E-mail: francois.lefort@hesge.ch 2Agroscope, Cadenazzo Research Centre, A Ramél 18, 6593 Cadenazzo, Switzerland Résultats Gnomoniopsis smithogilvyi est une espèce de champignon, récemment identifié en Europe et en Suisse, comme le principal agent de pourriture de la châtaigne mais également comme un agent de chancre du châtaignier. C’est un champignon endophyte pouvant devenir pathogène dans des conditions non encore décrites. Il semble également être associé à la forte mortalité survenant précocement dans les jeunes vergers fruitiers. Il est important de trouver une méthode de contrôle biologique contre ce pathogène particulier La plupart des organismes ayant montré une efficacité in vitro contre Gnomoniopsis smithogilvyi n’ont malheureusement pas maintenu cette efficacité dans les scions. Presque tous les scions ont montré des contaminations fongiques superficielles. La quasi totalité des scions a présenté une contamination superficielle par Cryphonectria parasitica, qui était présent sur 25% à 100% de la surface des scions. Parmi les organismes testés, la bactérie Pseudomonas putida et le champignon Trichoderma hamatum ont par contre totalement inhibé la présence de Gnomoniopsis smithogilvyi et de Cryphonectria parasitica. La confrontation en boite de Petri entre G. smithogilvyi et C. parasitica n’a montré aucune prédominance d’un champignon sur l’autre: ils se sont développé à vitesse égale jusqu’au contact de leurs colonies, qui ont cessé leur croissance au moment du contact. Matériel et méthodes Sélection d’organismes antagonistes efficaces Des confrontations ont été menées en cultures sur milieu gélosé PGA entre Gnomoniopsis smithogilvyi et 9 souches de champignons antagonistes, appartenant à 7 espèces : Trichoderma asperellum, Trichoderma atroviride, Trichoderma aureoviride, Trichoderma hamatum, Trichoderma harzianum F1, Trichoderma harzianum B05, Aureobasidium pullulans, Aureobasidium pullulans éch.5 et Beauveria bassiana. Des tests similaires sur milieu LBPGA ont été menés avec 7 souches de bactéries antagonistes appartenant aux espèces suivantes : Pseudomonas putida, Pseudomonas viridiflava, Pseudomonas graminis, Pseudomonas xanthomarina, Bradyrhizobium elkanii, Bacillus amyloliquefaciens Ba2 et B. amyloliquefaciens Ba4. Deux souches de G. smithogilvyi différentes, provenant de Genève (GE1) et du Tessin (TI1) et correspondant à deux génotypes différents ont été utilisées pour les confrontations. Une confrontation entre G. smithogilvyi et C. parasitica a aussi été menée. Ces confrontations ont permis de sélectionner les meilleurs antagonistes dans les conditions expérimentales données. A l’issue de cette sélection, 5 souches de champignons et 3 souches bactériennes ayant démontré une forte activité d’inhibition de la croissance de G. smithogilvyi ont été retenues pour des expériences de contrôle biologique sur scions de châtaignier : T. harzianum B05, T. harzianum F1, T. hamatum UASWS1405, T. aureoviride et T. asperellum pour les champignons; P. putida UASWS0946 , B. amyloliquefaciens UASWS Ba4 et B. amyloliquefaciens UASWS Ba2 pour les bactéries. Figure 1. Exemple de contamination de Cryphonectria parasitica sur scion. Figure 2. Confrontation en boite de pétri entre T. harzianum F1 et G. smithogilvyi. Figure 3. Scions trempés dans T. harzianum F1 montrant une contamination élevée. Figures 4 et 5. Scions trempés dans T. hamatum UASWS1405 (gauche) et P. putida UASWS0946 (droite). Ces scions ne montrent pas de symptômes ni de G. smithogilvyi ni de C. parasitica. Tests de lutte microbiologique sur scions de châtaignier Les scions de châtaignier ont été prélevés dans les forêts du Canton du Tessin et transportés à Genève sous régime d’autorisation fédérale (Notification A161711). Pour chaque souche fongique ou bactérienne antagoniste testée, 8 scions ont été inoculés par trempage pendant 48 heures. Les souches de champignons et de bactéries ont été cultivées entre 2 et 5 jours en cultures liquides dans 500 ml de milieu (PGB pour les champignons, LBB pour les bactéries). Après centrifugation et élimination du surnageant, les culots bactériens ou fongiques ont été resuspendus dans 250 ml d’eau distillée stérile. Les suspensions bactériennes et fongiques ont été transférées dans des bouteilles Duran stériles de 2 litres et 8 scions de 20 cm de long et de 1 cm de diam. ont été insérés dans ces bouteilles, leurs extrémités trempant dans les suspensions aqueuses. Après 48h de trempage à température ambiante dans les bouteilles fermées, les scions ont été transférés individuellement dans des tubes de culture in vitro, à capuchon, en verre et placés dans une chambre climatique (T°C: 26°C ; Photopériode: 16 h jour / 8 h nuit; HR: 70%), pendant 3 semaines, durée nécessaire pour permettre l’installation uniforme de l’antagoniste. Puis une suspension de G. smithogilvyi est appliquée sur les scions des différentes modalités et sur la moitié des témoins de façon à disposer de témoins relatifs à la pathogénie de G. smithogilvyi. Le développement des fructifications sur l’écorce ainsi que de l’aspect des scions, sont observées avant et après inoculation sur une durée totale de six semaines. Figure 6. Scions trempés dans P. putida UASWS0946 et T. hamatum UASWS1405 et ensuite inoculés avec G. smithogilvyi. Figure 7. Scions trempés dans P. putida UASWS0946 et T. hamatum UASWS1405 et ensuite inoculés avec C. parasitica. Conclusion Cet essai n’a pas donné les résultats attendus confirmant les résultats de confrontation in vitro, sauf pour deux agents de lutte biologique potentiels: Pseudomonas putida UASWS0946 et Trichoderma hamatum UASWS1405 . Les scions n’ayant pas été désinfectés superficiellement pour rester au plus proche des conditions réelles, une forte contamination s’est révélée, principalement due à Cryphonectria parastica. Dans les essais menés avec Pseudomonas putida et Trichoderma hamatum, outre l’absence de symptômes visuels, l’absence de Gnomoniopsis smithogilvyi et Cryphonectria parasitica a été confirmée par les tests de diagnostic moléculaire spécifiques. Ces deux souches de Pseudomonas putida et Trichoderma hamatum pourraient contrôler efficacement Gnomoniopsis smithogilvyi et Cryphonectria parasitica et être utilisées en pépinières. JOURNEE D'AUTOMNE SGP / SSP 2016 Interactions complexes entre plantes et organismes nuisibles Jeudi 27 octobre 2016, HAFL Zollikofen