Quelques éléments sur les spectromètres de masse Le séquençage des peptides Manuel TurboSequest® DeNovoX® Quelques exemples d’intégration de la spectrométrie de masse en biologie

Système d’analyse des données Vue générale d’un spectromètre de masse Fitre de masse quadripole Analyseur de masse à trappe d’ion Analyseur de masse à temps de vol directe chromatographie liquide Source d’ionisation analyseur détecteur Système de vide Système d’analyse des données entrée Système de contrôle Electrospray MALDI (Desorption laser assistée par matrice) Dynode Barette diodes

Maldi (Matrix assisted Laser desorption ionization) Méthode d’ionisation Maldi (Matrix assisted Laser desorption ionization) Electrospray

Méthode d’ionisation (MALDI) Matrice : composé qui absorbe les UV (ex acide sinapique)

Méthode d’ionisation (électrospray)

Analyseur de masse Détermine le m/z des ions dérivés d’un analyte L’unité est le Thomson (Th) ou « m/z » Attention masse ≠ m/z Exemple un peptide ionisé de 1000 Da doublement chargé avec deux protons sera observé comme un ion de m/z = 501 (1000 + 2 divisé par 2) Nombreux types quadrupôle Trappe à ions Temps de vol (TOF)

Analyseur de masse (quadrupôle)

Analyseur de masse (trappe à ion)

Analyseur de masse (temps de vol)

Détecteur Écran phosphorescent Photomultiplicateur

MALDI-TOF

TRAPPE A ION aiguille Capillaire chauffant Trappe à ion octopôles Dynode Capillaire chauffant aiguille Trajet des ions Enceinte sous vide Spray - + ionisation Focalisation des ions Piégeage détection

Exemple de spectre Abondance relative (%) m/z 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200 m/z 1118.8 1033.3 1019.0 934.21 834.1 817.0 748.2 662.1 633.2 547.0 532.1 461.1 400.2 361.1 276.1 261.8 234.0 Abondance relative (%) 50 100

100% 4% m Da D(m/z) = 1 Th  ((m+1) – m)/1 = 1

Spectrométrie de masse en biologie protéine identification protéolyse spécifique peptides détermination de la masse des peptides séquençage des peptides recherche dans les banques de données

…etc Identification d’une protéine à partir de données de spectrométrie de masse = Peptide Mass Fingerprinting Peptides obtenus par protéolyse Spectre MS Protéine Démarche expérimentale m/z Comparaison Séquence d’une protéine Spectre MS théorique Peptides que l’on obtiendrait avec la même protéolyse Banque de données YILMNPRTHSEIKNPMLKLLIHGFDSQASDRTFGNHGGTKTRFDFEEKMLIYTRNVCWCHGF PITREAESDD LKLLIHGFDSQASDR FGNHGGTK TRFDFEEK YILMNPR THSEIK …etc m/z La protéine est identifiée par comparaison des masses expérimentales avec une banque de peptides générés « in silico » à partir des protéines connues de la banque 

Les étapes d’un PSD 2 2 3 1 4 2 Fragmentation Dégradation post-source ou PSD = post source decay 2 Sélection d’un peptide avant le tube de vol 3 Spectre MS pour vérifier la sélection du peptide (ou ion) dit « parent » 2 3 2 1 4 m/z m/z 1 Acquisition d’un spectre MS 4 Ionisation/Désorption avec une énergie laser plus élevée afin de provoquer un excès d’énergie interne des liaisons de la chaîne peptidique qui vont rompre générant des ions fragments et des fragments neutres Les étapes d’un PSD 2 5 Spectre PSD du peptide parent 2 m/z

Impulsion laser de plus haute énergie Ion gate laissant passer Comment sélectionner le peptide parent? Impulsion laser de plus haute énergie Détecteur + + + + + + + + + + + + Echantillon Grille d’accélération Tube de vol: zone libre de champ Ion gate laissant passer les ions de m/z désirés

Exemple de spectre PSD Intensité m/z Peptide parent non fragmenté Exemples de fragments + + Intensité + + + + + + + m/z

Principe simplifié de la fragmentation + + 1 + + 2 + + 3 + + 4 Fragment neutre non détecté Fragment chargé détecté (parce que renvoyé par le réflectron) 3 2 1 4 m/z Spectre fragment dit « PSD »

A quoi sert le PSD? 1- A confirmer l’identification Spectre MS Recherche dans les banques de données 1 protéine candidate identifiée par m1, m2 et m3 m3 m2 m1 m1 m3 YILMNPRTHSEIKNPMLKLLIHGFDSQASDRTFGNHGGTKTRFDFEEKMLIYTRNVCWCHGFPITREAESDD m/z m2 Isolement de m3 m3 m3 TFGNHGGTK m/z Fragmentation in silico de m3 Fragmentation de m3 m3 m3 m/z m/z Comparaison des spectres Spectre fragment théorique de m3 Spectre fragment de m3 CONCLUSION: si le recouvrement des spectres est bon il s’agit bien de la même protéine

Comparaison des spectres A quoi sert le PSD? 2- A lever une ambiguité 2 protéines candidates Spectre MS Recherche dans les banques de données P1 P2 m3 m2 m4 m1 m4 m1 m3 WCHGFPITREAESDD NPRTHSEIKNPMLKLLIHRFDSQASDRTWIILLHGG YILMNPRTHSEIKNPMLKLLIHGFDSQASDRTFGNHGGTKTRFDFEEKMLIYTRNVCWCHGFPITREAESDD m/z m3 m2 Isolement de m3 m3 TFGNHGGTK m3 TWIILLHGG m3 Fragmentation in silico de m3 Fragmentation in silico de m3 m/z Fragmentation de m3 m3 m3 m3 m/z m/z Comparaison des spectres Spectre fragment théorique de « m 3 » de P1 Spectre fragment théorique de « m3 » de P2 m/z Spectre fragment de m3 Comparaison des spectres CONCLUSION: le spectre théorique qui présente un bon recouvrement avec le spectre expérimental correspond à la protéine recherchée

Interrogation des banques A quoi sert le PSD? 3- A identifier la protéine Spectre MS Recherche dans les banques de données Banque m3 LIHGFDSQASDRTFGNHGGTKTRFDFEEKMLIYTRNVCYILMNPRTHSEIKNPMLKLWCHGFPITREAESDD m2 m1 Pas de protéine candidate m/z m3 TFGNHGGTK Isolement de m3 Fragmentation in silico m3 m/z Fragmentation de m3 m/z m3 Spectre fragment théorique m/z Interrogation des banques de données Sélection de toutes les protéines possédant un peptide de masse m3 qui, une fois fragmenté, donne ces masses de fragment Spectre fragment de m3

Spectrométrie de masse en tandem Les spectromètres de masse en tandem Tandem dans l’espace Tandem quadrupôle Quadrupôle-TOF Reflectron-TOF… Tandem dans le temps Trappe à ion FITCR

Migration du proton mobile Dissociation induite par collision des ions peptidiques formés par électrospray NH O NH2 OH H+ CH3 CH(CH3)OH CH2OH CH2(C6H5) CH2(C6H4)OH CH2CH(CH3)2 ATSFYL NH O NH2 OH CH3 CH(CH3)OH CH2OH CH2(C6H5) CH2(C6H4)OH CH2CH(CH3)2 H+ Migration du proton mobile

Migration du proton mobile Dissociation induite par collision des ions peptidiques formés par électrospray NH O NH2 OH H+ CH3 CH(CH3)OH CH2OH CH2(C6H5) CH2(C6H4)OH (CH2)4NH2 ATSFYK Migration du proton mobile NH O NH2 OH CH3 CH(CH3)OH CH2OH CH2(C6H5) CH2(C6H4)OH H+ (CH2)4NH2

Les séries des ions peptidiques x3 a1 y3 b1 z3 c1 x2 a2 y2 b2 z2 c2 x1 a3 y1 b3 z1 c3 H2N C R1 H O N R2 R3 R4 COOH Le proton mobile  la collision génère essentiellement des séries b et y

Les masses des résidus d’acide amminé et des ions immoniums

La formation des ions immoniums x3 a1 y3 b1 z3 c1 x2 a2 y2 b2 z2 c2 x1 a3 y1 b3 z1 c3 H2N C R1 H O N R2 R3 R4 COOH H2N C R1 H O N R2 C+ Ion b2 N H C R2 C+ O H N C R2 + + CO

Ils révèlent partiellement la composition en acides aminés du peptide. Les ions immoniums H N C R2 + Les ions immoniums sont trouvés dans la zone de faible masse des spectres MS/MS (m/z < 200). Ils révèlent partiellement la composition en acides aminés du peptide. Ils résultent d’au moins deux clivages de liaisons internes du peptide.

Leu et Ile ne peuvent pas être différenciés sauf par fragmentation avec une haute énergie Gln et Lys peuvent être différenciés par des réactions d’acylation qui affectent uniquement les lysines La Met oxydée peut donner une perte de neutre de 64Da correspondant à HSOCH3

Les masses des autres résidus diffèrent toutes d’au moins 1 Da Les masses des résidus sont calculées sur des différences

Région des hautes masses Région des faibles masses Analyse des spectres Région moyenne 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000 50 86.1 143.1 171.1 204.2 239.2 284.2 360.3 403.3 431.3 488.3 545.4 692.5 805.5 862.6 m/z Abondance relative (%) Région des hautes masses Région des faibles masses Les ions y et les ions b se superposent En général les ions y sont peu intense (ceci est d’autant plus vrai qu’ils sont grands) et ils peuvent même être absent Cette région peut contenir l’ion parent, les grands ions y doublement chargés, les ions issus de l’ion parent par des pertes de petites molécules neutres Essentiellement les ions y (yn-1, yn-2, yn-3,…) mais aussi quelques ions b Ion immonium L’ion b2 est reconnaissable car il diffère de l’ion a2 de 28 Da L’ion y1 est reconnaissable (si digestion trypsique) car il correspond soit à m/z de 147 (Lys) ou de 175 (Arg)

X G F N A V K La série des ions y et b b1 b2 b3 b4 b5 b6 b7 b8 b9 y9 114.1 171.1 284.2 431.3 545.3 616.4 673.4 772.4 829.5 862.5 805.4 692.4 360.2 303.2 204.1 147.1 b1 b2 b3 b4 b5 b6 b7 b8 b9 y9 y8 y7 y6 y5 y4 y3 y2 y1 + 976.6 976.5 X G F N A V K Lorsqu’un ion d’une série est reconnu, son m/z est utilisé pour calculer le m/z de l’ion correspondant de l’autre série. Ce dernier est ensuite repéré sur le spectre. (attention aux erreurs d’arrondissement)

La recette pour analyser les spectres MS-MS 1- Inspecter la région des faibles masses pour identifier les ions immoniums 2- Inspecter la région des faibles masses pour identifier l’ ion b2 L’ion b2 est généralement reconnaissable par une différence de 28Da avec l’ion a2 Le m/z de l’ion b2 est ensuite utilisé pour calculer le m/z de l’ion yn-2 correspondant L’ion yn-2 est ensuite repéré sur le spectre dans la région des hautes masses 3- Inspecter la région des faibles masses pour identifier l’ion y1 Ceci consiste à identifier l’extrémité C-term. On recherche dans les faibles masses soit un m/z = 147 (lysine en Cterm) soit un m/z = 175 (arginine en Cterm) Le m/z de l’ion y1 est ensuite utilisé pour calculer le m/z de l’ion bn-1 correspondant L’ion bn-1 est ensuite repéré sur le spectre dans la région des hautes masses s’il est présent 4- Inspecter la région des hautes masses pour identifier l’ion yn-1 Ceci consiste à identifier l’extrémité N-term des combinaisons indiquées par l’ion b2 La région des hautes masses est étudiée pour identifier l’ion yn-1 s’il est présent. La liste des combinaisons de 2 aa obtenus par l’ion b2 limite les masses des résidus à considérer. Si un ion est identifié, les 2 premiers aa sont identifiés. 5- Etendre la série des ions y à partir des faibles m/z 6- Etendre la série des ions b à partir des hautes m/z 7- Calculer la masse du peptide contrôler si c’est en accord avec le spectre 8- Contrôler la composition en aa et les résultats du spectre Regarder si le contenu en aa est en accord avec les ions immoniums présents sur le spectre Regarder l’état de charge en considérant la présence d’his ou la présence interne de Lys et d’Arg. 9- Essayer d’identifier tous les ions du spectre Rechercher les perte d’H2O, NH3, HSOCH3. Identifier tous les ions doublement chargés et ceux issus de clivage interne

Il y a de la Phe dans le peptide Exemple d’analyse des spectres MS-MS 778.6 monochargé Différence de 28 Da a2 m/z = 233.0 b2 m/z = 261.2 YP ou FX ou ME ou VC Yn-2 = 517.6 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 120.2 147.1 204.1 233.0 261.2 303.1 431.2 476.0 500.2 557.2 575.0 632.3 50 m/z Abondance relative (%) 348.0 458.0 518.3 547.2 665.2 Lys (ion y1) en C term bn-1 = 631.5 K b2 261.2 bn-1 632.3 Yn-2 518.3 y1 147.1 371 Da YP FX ME VC Il y a de la Phe dans le peptide

K Exemple d’analyse des spectres MS-MS E F ou Mo Yn-1 b2 bn-1 Yn-2 y1 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 120.2 147.1 204.1 233.0 261.2 303.1 431.2 476.0 500.2 557.2 575.0 632.3 50 m/z Abondance relative (%) 348.0 458.0 518.3 647.2 665.2 Perte de 18 = H2O 146.9 E F ou Mo Yn-1 K b2 261.2 bn-1 632.3 Yn-2 518.3 y1 147.1 371 Da YP FX ME VC 128.9 bn-1 Yn-2 Soit y n-1 = 665.2 et aa Nterm = 113.4 (778.6-665.2) c’est à dire X

Histidine mais il y aurait un triplement chargé Exemple d’analyse des spectres MS-MS 518.3 261.2 100 233.0 665.2 303.1 120.2 500.2 Abondance relative (%) 50 380.9 137.4 647.2 b1 b2 bn-1 431.2 87.1 575.0 147.1 557.2 114.1 261.2 632.3 348.0 476.0 204.1 458.0 632.3 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 X F 371 Da K m/z Y1 b2 bn-3 yn-3 Yn-2 bn-1 Yn-1 665.4 518.3 147.1 Histidine mais il y aurait un triplement chargé Yn-1 Yn-2 y1 Sérine Si c’était l’Histidine yn-3 = 380.9 et bn-3 = 397.7 qui n’existe pas sur le spectre

Exemple d’analyse des spectres MS-MS 518.3 261.2 100 233.0 665.2 Q ou K mais si K il y aurait du triplement chargé donc Q Ainsi yn-4 = 303.1 et en conséquence b4 = 475.5 or il existe un 476 303.1 120.2 500.2 Abondance relative (%) 50 380.9 647.2 431.2 575.0 147.1 557.2 348.0 476.0 204.1 458.0 632.3 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 m/z Y1 b2 b3 Yn-3 Yn-2 bn-1 Yn-1 b4

Exemple d’analyse des spectres MS-MS 518.3 261.2 100 233.0 665.2 70.1 qui pourrait être difficilement une Ala et de plus il n’y a rien en 545 pour compléter la série b 303.1 120.2 500.2 Abondance relative (%) 50 Perte de 18 = H2O 380.9 647.2 431.2 575.0 147.1 557.2 348.0 476.0 204.1 458.0 632.3 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 m/z Y1 b2 b3 Yn-3 Yn-2 bn-1 Yn-1 Yn-5 Yn-4 b4 b5 99 qui pourrait être une valine et en conséquence il faudrait un ion en série b de 574.5 or on observe un ion de 575

Exemple d’analyse des spectres MS-MS 518.3 261.2 100 233.0 665.2 303.1 120.2 500.2 Abondance relative (%) 50 Perte de 18 = H2O 380.9 647.2 431.2 575.0 147.1 557.2 348.0 476.0 204.1 458.0 632.3 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 m/z Y1 b2 b3 Yn-3 Yn-2 bn-1 Yn-1 Yn-5 Yn-4 b4 b5 57 qui pourrait être une glycine et en conséquence il faudrait un ion en série b de 631.5 or on sait déjà qu’il y a bn-1 = 632.3

Exemple d’analyse des spectres MS-MS 261.2 100 233.0 665.2 303.1 120.2 500.2 Abondance relative (%) 50 Perte de 18 = H2O 380.9 647.2 431.2 575.0 147.1 557.2 348.0 476.0 204.1 458.0 632.3 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 m/z Y1 b2 b3 Y4 Y5 b6 Y6 Y2 Y3 b4 b5 X F S Q V G K

TurboSequest®

1 2 3 TurboSequest® Création de la banque de données 1- digestion in silico des protéines de la banque 2- calcul des m/z des ions y et b. Une intensité de 50 est arbitrairement attribué à ces m/z 3- les pertes d’ammonium, d’eau et les ions a sont ajoutés au spectre avec une intensité arbitraire de 10 4- De part et d’autre de chaque ion y et b sont ajoutés au spectre des ions (+ 1 m/z) avec une intensité arbitraire de 25 5- De part et d’autre de chaque ion issue d’une perte de neutre et des ions a sont ajoutés au spectre des ions (+ 1 m/z) avec une intensité arbitraire de 10 Modification du spectre expérimental 2 1- Le spectre est divisé en 10 sous sections de taille équivalente 2- Dans chaque sous section les ions sont normalisés en affectant une intensité arbitraire de 50 à l’ion le plus intense Comparaison des spectres remaniés 3

Création des spectres MS2 théoriques L F S Q V G K Création des spectres MS2 théoriques b y a Perte d’ammonium 200 300 400 500 600 700 50 25 Perte d’eau Autres pertes ? m/z

Modification des spectres MS2 expérimentaux 100 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700

Modification des spectres MS2 expérimentaux 100 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700

Comparaison

TurboSequest® Les numéros et le nombre de spectres pour chaque peptide

TurboSequest® Masse du peptide calculée à partir du résultat expérimental

TurboSequest® Etat de charge du peptide déterminée à partir du résultat expérimental

TurboSequest® Séquence du peptide de la banque de données correspondant le mieux au résultat expérimental

TurboSequest® Référence du gène qui code pour la protéine ou référence de la protéine qui contient le peptide

TurboSequest® Nom de la banque de données

TurboSequest® Valeur indiquant la corrélation entre les spectres calculés et mesurés. Ce coefficient est significatif si >2

TurboSequest® Différence entre les valeurs normalisées (0 à 1) du Xcorr. Ce coefficient traduit la similarité entre les meilleurs scores. Il doit être > 0.1

Sp = ( im) ni (1+)(1+)/nt im : Intensité des ions qui « matchent » TurboSequest® Sp = ( im) ni (1+)(1+)/nt im : Intensité des ions qui « matchent » ni : Nombre d’ions qui « matchent »  : paramètre de 0.075 ajouté si une série continue d’ions est observée (sinon 0)  : paramètre de 0.15 ajouté si un immonium (His, Tyr, Trp, Met et Phe) est trouvé nt : nombre total d’ion prédit Sp est le premier score calculé lors de la comparaison entre le spectre mesuré et les spectres théoriques. Sp > 500 (20 aa) ou Sp >200 (6 aa)

TurboSequest® Classement des peptides candidats après le calcul préliminaire. Ce paramètre doit être < 10

Il est rarissime d’observer TurboSequest® Il est rarissime d’observer une couverture de 100 %, 70 à 80% est correct Nombre d’ion qui « matchent » sur le nombre théorique d’ion que peut produire le peptide

TurboSequest® Nombre de peptides qui ont permis de trouver la protéine en 1ère position, en 2ème position, en 3ème position etc.

DeNovoX®

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Séquençage d’Edman Cyclic degradation of peptides based on the reaction of phenylisothiocyanate with the free amino group of the N-terminal residue such that amino acids are removed one at a time and identified as their phenylthiohydantoin derivatives:

Les approches globales en protéomique : MudPit Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Poubelle Lavage

Remplissage de la boucle d’injection du famos (1µl) Les approches globales en protéomique : MudPit Remplissage de la boucle d’injection du famos (1µl) Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Poubelle Echantillon Lavage

Charge de la colonne échangeuse d’ions Les approches globales en protéomique : MudPit Charge de la colonne échangeuse d’ions Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Les ions non retenus sur la colonne échangeuse d’ions sont concentrés et dessalés sur la colonne de préconcentration Poubelle Lavage

Séparation sur la nanocolonne de phase réverse Les approches globales en protéomique : MudPit Séparation sur la nanocolonne de phase réverse Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Les ions concentrés et dessalés sur la colonne de préconcentration sont séparés sur la nanocolonne en phase réverse Poubelle Lavage

Remplissage de la boucle d’injection du famos (1µl) Les approches globales en protéomique : MudPit Remplissage de la boucle d’injection du famos (1µl) Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Poubelle 20 mM acétate d’ammonium Lavage

Charge de la colonne échangeuse d’ions Les approches globales en protéomique : MudPit Charge de la colonne échangeuse d’ions Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Les ions retenus sur la colonne échangeuse d’ions sont élués avec 20 mM d’acétate d’ammonium, concentrés et dessalés sur la colonne de préconcentration Poubelle Lavage

Séparation sur la nanocolonne de phase réverse Les approches globales en protéomique : MudPit Séparation sur la nanocolonne de phase réverse Gradient 200 nl/min BioX-SCX 500 µm id – 15 mm RP Trap column C18 300 µm id – 5 mm Nano C18PM 75 µm id – 15 mm Pompe 30 µl/min 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Poubelle Poubelle Les ions concentrés et dessalés sur la colonne de préconcentration sont séparés sur la nanocolonne en phase réverse Poubelle Lavage

Les mêmes étapes sont répétées avec Les approches globales en protéomique : MudPit Les mêmes étapes sont répétées avec 50mM, 100 mM, 200mM, 400mM, 600mM, 800mM, 1000mM et 2000mM Acétate d’ammonium

Les approches globales en protéomique : MudPit

Les approches globales en protéomique : MudPit Extrait total levure 20 mM acétate d’ammonium

Les approches globales en protéomique : MudPit