Le complexe cepacia Actualités microbiologiques et cliniques Dr Agnès Ferroni Laboratoire de Microbiologie, Hôpital Necker-Enfants Malades 9 novembre 2005

Bacille à Gram négatif non fermentant, aérobie strict, mobile (polaire), oxydase + lente Initialement genre Pseudomonas : Pseudomonas cepacia, Pseudomonas multivorans, Pseudomonas kingii 1992 : création du genre Burkholderia => « Burkholderia cepacia » Décrit historiquement comme un phytopathogène: mis en évidence en 1950 à partir du bulbe d ’oignon (cepia = oignon) (Burkholder, Phytopath, 1950) Burkholderia cepacia

Evolution constante de la taxonomie ≥ 9 génomovars (30 à 60% d ’homologie entre les ADN) I : B. cepacia sensu stricto II : B. multivorans III : B. cenocepacia IV : B. stabilis V : B. vietnamiensis VI : B. dolosa VII : B. ambifaria VIII : B. anthina IX : B. pyrrocinia(Reik, JCM, 2005) Depuis 1995 : division de l ’espèce en variétés génomiques : génomovars (souches phénotypiquement similaires mais génotypiquement hétérogènes) => « complexe Burkholderia cepacia « ou » Burkholderia cepacia sensu lato »

Habitat naturel : saprophyte ubiquitaire –Sol et eau (y compris eau du robinet, eau distillée) –Plantes oignon, riz, blé, maïs Fruits et légumes, "salad bars" (fast food) –Survie dans les amibes libres (Acanthamoeba polyphaga) => rôle dans la transmission? ( Marolda, Microbiology, 1999)

Bactérie d’intérêt industriel « Jekyll and Hyde mibrobien » Production de substances antibactériennes et antifongiques => utilisée dans l ’agriculture Biodégradant des agents polluants organiques (déchets industriels et pesticides chimiques) problème de santé publique : risque d'infection humaine (Reik, JCM, 2005)

Pouvoir pathogène Faible virulence chez l’homme sain => pathogène opportuniste 3 types d’infections : –Epidémies d’infections nosocomiales –infections sévères chez les sujets immunodéprimés –Infections pulmonaires au cours de la mucoviscidose

Infections nosocomiales –Après utilisation de liquides contaminés : eau distillée, solutés injectables solutions antiseptiques (ammoniums quaternaires, chlorexidine, polyvidone iodée) –Après utilisation de matériel Instruments, sondes, cathéters, circuits de respirateurs, nébulisateurs, bronchoscopes Types d’infections : Pseudobactériémies Abcès, plaies infectées, lésions hyperkératosiques macérées (“foot rot”) Arthrites aigues Infections urinaires

Outbreak of B. cepacia bacteriemia traced to contamined hospital water used for dilution of an alcohol skin antiseptic (Nasser, Infect control Hosp, Epidemiol, 2004) B. cepacia infections associated with intrinsically contaminated ultrasound gel: the role of microbial degradation of parabens. (Hutchinson, Infect Control hosp Epidemiol, 2004) Ralstonia picketti and B. cepacia complex bloodstream infections related to infusion of contaminated water for injection (Moreira, J Hosp Infect, 2005) Outbreak of B. cepacia bacteremia in a pediatric hospital due to contamination of lipid emulsion stoppers (Doit, J. Clin. Microbiol, 2004) Derniers cas décrits

Infections chez les immunodéficients Quelques cas de bactériémies chez le drépanocytaire Sepsis et infections pulmonaires chez les patients atteints de granulomatose septique chronique –2eme infection la plus léthale (Johnston, Curr Opin Hematol, 2001) –1er bacille à Gram négatif en cause –Grande résistance de B. cepacia à la bactéricidie non oxydative des cellules phagocytaires

Infections pulmonaires au cours de la mucoviscidose Epidémiologie 1979: 1ere description de colonisation pulmonaire à B. cepacia (Blessing, Am Rev Respir Dis) Incidence croissante depuis les années 80 : Etats Unis, Grande Bretagne ++ Incidence de 3,2% en France, mais très variable selon les centres (  40%)

Répartition des 5 bactéries cliniquement importantes selon l’âge D (D’après l ’Observatoire National de la Mucoviscidose)

Proportion des malades colonisés à B. cepacia, selon l’âge Classes d’âges Burkholderia cepacia

Clinique variable selon les individus, même pour une même souche Portage chronique > détérioration pulmonaire rapide Diminution de la survie moyenne des patients colonisés => prise en charge particulière de ces malades

Prévalence des génomovars de B. cepacia *Reik,JCM, **Speert, Can Emerg Infect Dis, ***Agodi, JCM, **** Brisse, JCM, 2004 ND 0,2B. anthina ND 0.8B. ambifaria ND 3,8B. dolosa ND1.65,9B. vietnamiensis ,3B. stabilis 51,64,39,338,7B. multivorans 45,1 69,58045,6B. cenocepacia ,1B. cepacia « sensu stricto » France **** 153 patients Italie *** 59 patients Canada** 475 patients États-Unis* 1218 patients Genomovar ou espèce 1,3 0, B. pyrrocinia 0,3 ND 1,9 1,3 0

Potentiel pathogène des différents génomovars du complexe B. cepacia au cours de la mucoviscidose B. cepacia sensu stricto (génomovar I) : phytopathogène +++ B. cenocepacia (génomovar III): potentiel pathogène chez l’homme ++ souches hautement transmissibles souches liées au “syndrôme Cepacia” Survie à 5 ans raccourcie/patients colonisés à P. aeruginosa (p=0,01) (Jones, Thorax, 2004) B. multivorans (gén II), B. vietnamiensis (gén V), B. dolosa (gen VI) –épidémies décrites –détérioration clinique moins marquée que pour B. cenocepacia

Identification du complexe « B. cepacia » Culture lente (≥ 2 jours) Milieux gélosés sélectifs très utiles (milieu « cepacia ») Identification phénotypique par galeries peu aisée Diagnostic différentiel difficile: - S. maltophilia, Ralstonia spp, Achromobacter... - Autres espèces de Burkholderia (B. gladioli…), - Génomovars du complexe Cepacia… utilité du diagnostic génotypique

Principales méthodes génotypiques d ’identification ADNr 16S / 23S : diversité des séquences nucléotidiques –PCR avec primers spécifiques d’espèces –PCR RFLP (« Observatoirecepacia ». Segonds, JCM, 1999) –PCR puis séquençage de l ’ARNr 16S ciblé sur les bacilles à Gram négatif non fermentants (Ferroni, JCM, 2002) recA : diversité des séquences nucléotidiques –PCR RFLP –PCR avec primers spécifiques d ’espèces –PCR puis séquençage (Payne, Appl Environ Microbiol, 2005) MLST: différentiation entre espèces et souches (Baldwin, JCM, 2005)

Caractéristiques principales de B. cepacia chez le patient atteint de mucoviscidose 1) Risque de pneumopathies nécrosantes 2) Haut niveau de transmissibilité pour certaines souches 3) Multirésistance aux antibiotiques

« Syndrôme Cepacia » 1eres descriptions : (Isles, J. Pediatr, 1984; Thomassen, Am rev respir Dis, 1985) –Pneumonie nécrosante –Bactériémie (≠ P. aeruginosa) –Détérioration clinique rapide et fatale Concerne 20% des patients colonisés à ce germe B. cenocepacia +++ (génomovar III) Marqueurs de l'inflammation   –Cytokines proinflammatoires : taux 10 fois > à P. aeruginosa –inflammation équivalente à celle induite par le LPS de E. coli

B. cepacia et transplantation pulmonaire Mortalité plus importante après greffe pulmonaire Mortalité à 6 mois : 33%(colonisés) vs 8% (non colonisés) Survie à 1, 3 et 5 ans diminuée Génomovar III : seul responsable (Aris, Pediatr Pulmonol, 2001; De Soyza, lancet, 2001) => l’exclusion de la transplantation des patients colonisés à d’autres génomovars est-elle licite? => le typage des souches devrait être systématique pour améliorer la prise en charge clinique de ces patients

Transmissibilité de B. cepacia Existence de clones hautement transmissibles : genomovar III +++ –Clone ET12 : Canada (Toronto), Angleterre (début 90 => maintenant) –Clone PHDC et Midwest: USA –Clone A/D/A et D/B/C : France (Bretagne ++) (Chabanon, Observatoire National de la Mucoviscidose) Analyse épidémiologique dans 13 centres mucoviscidose en France: –Contaminations croisées intracentres fréquentes (7/13) –Très peu de contamination inter-centre –Souches françaises ≠ souche épidémique ET12 (Segonds, JCM, 1997 )

Acquisition de B. cepacia (1) Transfert direct de patient à patient Contact par gouttelettes - Personnel soignant : réservoir peu probable - Transmission prouvée à l'hôpital et à l'extérieur par contacts sociaux (Govan, Lancet, 1993)  Isolement préconisé Isolement total dans les centres mucoviscidose (chambres seules, soins et kinésithérapie séparés...) - Regroupement des sujets colonisés non conseillé  mesures d'exclusions ++ (sont bannis: voyages en groupes, centres de vacances) => diminution des nouvelles colonisations (Chen, JPed, 2001) –Pasde risque de contamination pour les sujets contact immunocompétents

Acquisition de B. cepacia (3) Environnement domestique et hospitalier – Matériel humide : nébuliseurs… – Eau du robinet – Surfaces sèches: B. cepacia rarement retrouvé Environnement naturel (sol, plantes, eau) :  2001 : pas de similarité souches du sol /souches cliniques 2002, Lipuma, Lancet : « an epidemic BC complex strain identified in soil » (genomovar III) => l ’usage commercial de B. cepacia est-il prudent? => les recommandations de prévention doivent tenir compte de ce réservoir

Facteurs de transmissibilité de B. cenocepacia Etudiés sur le clone ET12 1) Gène cblA (cable pilus encoding strain) => « pilus cable » favorise l’adhérence aux mucines et aux cellules épithéliales => souches hyperpiliées non présent sur toutes les souches épidémiques 2) Adhésine de 22 kDa 3) B. cepacia Epidemic Strain Marker (BCESM; 1,4 kb ) non présent sur toutes les souches épidémiques

Virulence (1) Facteurs de virulence Absence d'exotoxine A, cytotoxine, alginate (≠ pyocyanique) Facteurs non spécifiques : Hémolysine, quorum sensing, production de sidérophores, formation de biofilms Facteurs spécifiques : 1) LPS (structure particulière du lipide A) 2) Gène cbllA 3) Ilôt génomique de pathogénicité (cenocepacia island) incluant le B. cepacia Epidemic Strain Marker et un système de quorum sensing propre (Baldwin, Infect Immun, 2004)

Virulence (2) Survie et croissance intracellulaire (analogie avec B. pseudomallei) –Burns, Infect Immun, 1996 “A invasion of respiratory epithelial cells by B. cepacia” –Saini, Microbiology, 1999 “Intravellular survival of B. cepacia complex isolates in the presence of macrophage cell activation” –Cieri, Infect Immun, 2002 “Correlation between an in vitro invasion assay and a murine model of B. cepacia lung infection ”

Virulence (3) Résistance à la bactéricidie non oxydative Au cours de l’infection chronique à P. aeruginosa, l’alginate (mucus) de P. aeruginosa piège les radicaux oxygénés des PNN => bactericidie oxydative diminuée => B. cepacia peut se développer (id granulomatose chronique)

Traitement Résistance à de nombreux antibiotiques et désinfectants Apparition ++ de résistance en cours de traitement (mutants) N'élimine pas la colonisation mais diminue l'inflammation Réponse clinique faible vis à vis des antibiotiques actifs in vitro Pas de traitement antibiotique standardisé de l ’infection chronique (≠ P. aeruginosa) Aérosols : une seule étude sur la tobramycine en aérosols => résultats encourageants (3 patients/4: éradication du germe) (Middleton, Eur Respir J, 2005) Traitement des exacerbations : choix restreint

TIC CAZ MOX CIP TCC IMP TM FOS PIP ATM AN CS TZP CFS GM K Burkholderia cepacia

TIC CAZ MOX CIP TCC IMP TM FOS PIP ATM AN CS TZP CFS GM K SSS C MEM MnO RA Burkholderia cepacia multirésistant

Activité in vitro des antibiotiques (CMI 50%, mg/l) Amoxicilline>32 Amoxicilline + acide clav>32 Ticarcilline> 512 Ticarcilline + acide clav> 512 Pipéracilline4 Pipéracilline + tazobactam4 Cefotaxime16 Ceftazidime4 Céfépime16 Aztréonam> 128 Imipénème32 Méropénème2 Gentamycine>32 Tobramycine> 32 Amikacine32 Ciprofloxacine2 Chloramphénicol8 Tétracycline4-8 Cotrimoxazole4 Colimycine>16

Antibiothérapie des souches multirésistantes Aaron, Am J Respir Crit Care Med, 2000 “multiple combination bactericidal antibiotic testing for patients with cystic fibrosis infected with B. cepacia” 119 B. cepacia multirésistants, 15 antibiotiques, 430 combinaisons Monothérapie : méropénème le + performant mais bactéricidie sur seulement la 1/2 des souches Bithérapie : méropénème-minocycline méropénème-amikacine méropénème-ceftazidime => bactericidie sur 75% des souches Trithérapie : méropénème-ceftazidime-tobramycine (posologies  ) => bactericidie sur 93% des souches

Questions... Pourquoi B. cepacia, parmi tous les autres germes saprophytes environnementaux, est il devenu un pathogène de cet importance chez le patient atteint de MV? Quels sont les facteurs humains, microbiologiques et environnementaux favorisant la transmission du germe? Thérapeutique optimale des patients infectés? Principal facteur de virulence de B. cepacia?